Чупахина Г.Н. - Физиологические и биохимические методы анализа растений[c] Практикум (2000)

мывают холодной водой. Оба экстракта объединяют с промывными водами и доводят до определенного объема. Во фракции определяют: 1) ортофосфат (Рорто); 2) фосфор соединений, гидролизующихся до ортофосфата в течение 7 минут; 3) общий фосфор. Количество полифосфатов рассчитывают по величине лабильного фосфора фракции:

Рпф = Р7 - Рорто.

Органический фосфор определяют по разнице:

Рорг = Робщ - (Рпф + Рорто).

Щелочерастворимая фракция, рН 12. Эту фракцию экстрагируют 0,05

н. NaOН (pH=12) при 0оС и тщательном перемешивании в течение 2 часов. Экстракт отделяют центрифугированием, а остаток несколько раз промывают холодной дистиллированой водой. Промывные воды объединяют с экстрактом и доводят до определённого объёма. Фракцию анализируют так же, как и предыдущую.

Фракция, экстрагируемая НСlО4 при 90-1000С. Остаток после удаления щелочерастворимых фракций обрабатывают 0,5 н. НСlО4 на водяной бане при 90-100oС последовательно в течение 20 и 10 минут. Остаток после центрифугирования тщательно промывают холодной дистиллированной водой. Экстракты объединяют с промывными водами и доводят до определенного объема. В объединенном экстаркте определяют: 1) ортофосфат; 2) общий фосфор. Считается, что ортофосфат этой фракции образуется в основном в результате гидролиза неорганических полифосфатов. Поэтому о количестве полифосфатов в данной фракции судят по величине ортофос-

фата: ПФ=Рорто.

Органический фосфор рассчитывают по формуле:

Рорг = Робщ - Рорто.

Фракция фосфопротеинов. После всех экстракций остаток сжигают с концентрированной H2SO4 и HClO4 и определяют общий фосфор. По общему фосфору судят о содержании фосфопротеинов:

Робщ = Рфосфопротеинов.

Таким образом, данный метод позволяет учитывать пять различных фракций полифосфатов: кислоторастворимые, солерастворимые, щелочерастворимые при рН 8-9, щелочерастворимые при рН 12 и полифосфаты, экстрагируемые HClO4 при 90-100oС. Кроме того, эта методика дает возможность судить о характере накопления фосфора в некоторых органических соединениях. Так, органический фосфор кислоторастворимой (после сорбции нуклеотидов) и солерастворимой фракций представлен в основном фосфором углеводов. Следовательно, органический фосфор обеих фракций может отражать характер накопления фосфоуглеводов. О фосфоре липидов можно судить по фосфору фракции, извлекаемой смесью эта-

40

нол-эфир. Органический фосфор щелочерастворимых фракций и фракции горячего кислотного экстракта содержит до 95% фосфора нуклеиновых кислот. Поэтому органический фосфор этих трех фракций позволяет судить о характере накопления нуклеиновых кислот. Остаток при данных условиях фракционирования содержит в основном фосфопротеины, следовательно, величина остатка фосфора может характеризовать накопление фосфопротеинов.

При количественном учёте неорганических полифосфатов определение фосфора можно проводить по методу Пануша и др [2]. При использовании этого метода может происходить некоторый гидролиз кислотолабильных соединений, но зато он прост и быстр.

Ход определения

К 2,75 мл раствора, содержащего от 20 до 200 нМ фосфата, добавляют 1,25 мл ацетатного буфера pH (9 г уксуснокислого натрия и 0,5 мл сернокислой меди доводят до 100 мл 4 н уксусной кислотой ), 0,5 мл раствора молибдата (5%-ный раствор молибдата аммония в воде) и 0,5 мл метольного реактива (0,2%-ный раствор метола в 5%-ном растворе сульфата натрия). Через 60 минут измеряют поглощение раствора на спектрофотометре при длине волны 960 нм с кислородно-кадмиевым элементом. Количество фосфора в пробе определяют по калибровочной кривой.

Для определения Р7 и Р30 к 1 мл пробы добавляют 1 мл 2 н. HCl. Раствор гидролизуют 7 и 30 минут соответственно при 100oС, после чего быстро охлаждают и проводят определение фосфора, как описано выше.

Для определения общего фосфора к части пробы добавляется 0,5 мл концентрированной HClO4 и 10 мл H2SO4. После упаривания при 120oС проба сжигается при 200oС до полного обесцвечивания. Нейтрализованную после сжигания пробу доводят до определенного объема и определяют ортофосфат.

Литература

1.Окунцов М.М., Боровик З.И., Гребенников А.С. и др. Специальный практи-

кум по биохимии и физиологии растений. Калининград, 1981. С. 23-26.

2.Panusz H.T., Graczyk G., Wilmanska D., Skarzynsky I. Analysis of orthophos- phate-pyrophosphate, mixtures resulting prom weak, pyrophosphatase activities. // Analyt. Biochem. 35(2). 1970. 494-504.

БЫСТРОЕ КОЛОРИМЕТРИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ НИТРАТОВ

(по Д. Катальдо и др.)

Определение нитратов в растительных тканях титрованием салициловой кислотой [1] можно вести в высушенном и сыром материале. В первом случае материал фиксируется острым паром в течение 5 минут и досуши-

41

вается до постоянного веса при t = 70о С . Высушенный образец измельчается, берется навеска в 50 или 100 мг, заливается деионизованной водой - 5 или 10 мл соответственно.

При определении нитратов в сыром материале берется навеска 1 г и 6 мл воды или фосфатного буфера. Гомогенат фильтруется, и фильтрат центрифугируется при 3000g 15 минут. Супернатант сливается и используется для анализа.

В анализе используется деионизованная вода - вода, освобожденная от ионов и катионов. Дистиллят можно брать в том случае, если он свободен от нитратов. В противном случае его нужно пропустить через катионит, чтобы освободиться от нитратов и нитритов.

Суспензия инкубируется при 45°С 1 час при постоянном встряхивании, далее центрифугируется (5000g, 15 мин). Супернатант декатируется и используется для анализа. В колбу Эрленмеера на 50 мл заливается 0,2 мл центрифугата и 0,8 мл 5%-ного раствора салициловой кислоты, приготовленной на концентрированной серной кислоте ( использовать серную кислоту марки ХЧ, в темной склянке раствор может храниться в течение 1 недели).

Через 20 минут при комнатной температуре в колбу медленно тонкой струей приливается из бюретки 19 мл 2 н. NaOH. Содержимое колбочки при этом нужно постоянно перемешивать. При наличии в образце нитратов появляется стойкое желтое окрашивание, стабильное на протяжении 48 часов. Раствор охладить и фотометрировать при 410 нм.

В качестве контроля используется образец, приготовленный так же, как опытный, только вместо фильтрата в него вносится 0,2 мл воды.

Калибровочный график для определения нитратов строится по KNO3. KNO3 гидроскопичен, поэтому перед взятием навески его нужно высушить в термостате до постоянного веса. При приготовлении серии растворов с разной концентрацией KNO3 (5 мкг/мл - 55 мкг /мл) для построения калибровочного графика нужно брать их в объеме не более 0,2 мл, если же объем меньше 0,2 мл, то его нужно доводить водой до 0,2 мл.

Определение нитратов можно вести в присутствии ионов хлора (до 2%), аммония и нитритов.

Литература

1. Cataldo D.A., Haroon M., Schrader L.E., and Youngs V.L. Rapid colorimetric determination of nitrate in plant tissue by titration of salicylic acid// Commun. Soil Science and plant analysis. 1975. V. 6(1). P.71 - 80.

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛА ХЛОРОПЛАСТОВ, КОЛИЧЕСТВА КЛЕТОК И ИХ ОБЪЕМА В ФОТОСИНТЕЗИРУЮЩИХ ТКАНЯХ

42

Данные показатели определяются по методу А.Т. Мокроносова и Р.А. Борзенковой [1].

Пробы для измерений отбираются с помощью пробочных сверл с известным диаметром. В любом случае желательно иметь данные о собственном возрасте листа и площади листовой пластинки. Учитывая неоднородность разных участков листа, следует отбирать пробы либо на определенном участке, либо брать средние пробы равномерно по всей поверхности листа. При массовых исследованиях на одном объекте рекомендуется предварительно изучить степень структурной гетерогенности листовой пластинки. Это особенно важно для листьев однодольных - очень неоднородных по длине. Для большинства двудольных растений можно рекомендовать проводить оценку на средних участках листа, справа или слева от центральной жилки.

Подсчет числа клеток, числа хлоропластов в клетке, определение размера клеток проводится на листьях,фиксированных в 70%-ном этаноле. В этом случае пробы могут хранится в холодильнике в течение 3-4 месяцев.

Количество клеток фотосинтезирующих тканей (тыс/см2)

Для определения числа клеток в единице площади листья фиксируют этанолом. Одна проба включает 5 дисков диаметром 9,8 мм (сверло №4, общая площадь 3,8 см2).

Подсчет числа клеток производят в суспензии после предварительной мацерации тканей. Для получения суспензии пробирки с дисками, куда приливают 1 мл раствора HCl, помещают на водяную баню. Условия мацерации тканей подбирают для каждого объекта. Мацерация для подавляющего числа растений производится 0,5 -1,0 н. HCl при 60 - 100°. Некоторые объекты (например, осоки и злаки) требуют более жестких условий мацерации, и концентрация HCl может увеличиваться до 5,0 н. Время мацерации 10 - 30 мин. Затем объем доводят водой до 5 мл и пробирку тщательно взбалтывают до получения однородной суспензии. Следует иметь в виду, что слишком жесткие условия мацерации могут привести к разрушению клеток. При работе с крупноклеточными объектами (картофель, свекла, табак, салат, и др.) подсчет клеток ведут в камере Фукса-Розенталя (V = 3,2 мм3). Если клетки мелкие и в суспензии их очень много (большинство древесных растений, злаки и др.), лучше использовать камеру Горяева (V = 0,9 мм3). Клетки подсчитывают по всему полю камеры. В исключительных случаях подсчет ведут в 0,5 - 0,25 поля камеры.

Самый простой подсчет - определение общего количества клеток в камере. Он производится при отсутствии дифференцировки листа на пали-

43

садную и губчатую ткани. Если лист дифференцирован, возможны следующие случаи.

1.На поперечном срезе листа видна резкая грань между палисадной и губчатой тканью, и клетки этих тканей отличаются по форме. В суспензии подсчитывают (отдельно) палисадные и губчатые клетки. Для проверки нужно подсчитать общее число клеток. Если установлено, что сумма губчатых и палисадных клеток, полученная путем сложения, равна или близка

кобщей сумме клеток, полученной при подсчете, то в дальнейшем подсчет общего числа клеток можно не производить.

2.Палисадная и губчатая ткани имеют резкую грань, но по форме клетки мало отличаются друг от друга. В суспензии трудно различить палисадные и губчатые клетки. В этом случае на поперечном срезе определяют количественное соотношение палисадных (П) и губчатых (Г) клеток. Затем в суспензии подсчитывают количество клеток. Зная отношение П/Г, можно определить количество палисадных и губчатых клеток в суспензии.

3.Палисадная и губчатая ткани не имеют определенной грани: палисадная ткань постепенно переходить в губчатую и, следовательно, имеется слой клеток, которые можно отнести и к палисадной, и к губчатой ткани. Здесь неизбежна условная граница между тканями или выделение третьего промежуточного слоя. Как во втором случае, определяют соотношение П/Г и вычисляют количество клеток разных тканей.

Следовательно, прежде чем приступить к мацерации, необходимо приготовить поперечный срез листа и тщательно изучить степень дифференцировки тканей.

При подсчете клеток следует учитывать только хлорофиллоносные клетки и не принимать во внимание клетки эпидермиса, волосков, сосуди- сто-волокнистых пучков и других тканей. Если условия мацерации ткани выбраны верно и получена однородная суспензия, подсчет клеток будет зависеть от тщательного перемешивания суспензии перед взятием пробы и правильного притирания стекла в камере. Анатомический анализ на многих видах растений показал, что при подсчете клеток в камере наиболее часто встречающийся коэффициент вариации (V%) равен 20%. За счет тщательности работы наблюдателя коэффициент можно снизить до

10-15%.

Если V% = 20, то для определения среднего значения необходимо подсчитать количество клеток не менее чем в 16 камерах при заданной ошибке

(Sx %) 10% при β = 0,95 и не менее чем в 27 камерах при β = 0,99.

Для пересчета количества клеток в тыс./см2 нужно умножить среднее значение числа клеток в полном объеме камеры Фукса – на коэффициент

44

К= 411, камеры Горяева - на коэффициент К=1462. Эти коэффициенты справедливы для условий, когда проба листьев имеет площадь 3,8 см2, а объем суспензии - 5 мл.

Объем клеток (тыс. мкм3)

Суспензия клеток используется для определения размеров клеток палисадной ткани, имеющих форму цилиндра или эллипсоида. Как показывают специальные исследования, мацерация фиксированной этанолом ткани практически не влияет на размер клеток. Например, измерение палисадных клеток табака на поперечном и тангентальном срезах свежих листьев дало значение: L=117,6 мкм, D=34,7 мкм (среднее из 100 измерений). Измеряя клетки в суспензии после мацерации, получили близкие значения:

L=111,4 мкм, D =35,4 мкм.

Для измерения клеток каплю суспензии помещают на предметное стекло и осторожно закрывают покровным. На покровное стекло не давят. Палисадные клетки фотографируют при увеличении 15×10 или 15×20 (в зависимости от размера). При этом же увеличении фотографируют шкалу объ- ект-микрометра. Полученные негативы проектируют на экран фотоувеличителя и с помощью линейки объект-микрометра измеряют длинную (L) и короткую (D) оси клеток, включая клеточную оболочку. Объем клеток рассчитывается по формуле цилиндра:

V = πr2 LK ,

где К - поправочный коэффициент, величина которого меняется в зависимости от соотношения L/D.

Эти коэффициенты эмпирически найдены Ю.Л. Цельникер и имеют следующие значения:

L/D	2,6	2,8	3,0	3,2	3,4	3,6	3,8	4,0	4,2	4,4	4,6	4,8	5,0
K	0,69	0,70	0,73	0,76	0,78	0,82	0,83	0,86	0,89	0,92	0,94	0,97	1,00

При отношении L/D больше 5 поправочный коэффициент можно не вносить, так как клетка может быть принята за цилиндр. При отношении L/D меньше 2,5 объем клетки целесообразно определять по формуле эллипсоида вращения:

V =	4	π	L D				2
						.
	3		2
					2

Средний объем клеток можно рассчитывать двумя путями.

1. Определяется объем каждой отдельной клетки и затем вычисляется средний объем.

45

2. Объем вычисляется по средним значениям L и D. Такой способ расчета проще, но ошибка найденного среднего объема клеток увеличивается, так как он определяется по формуле произведения средних.

При определении средних значений L и D V% = 15 - 20. Измеряя

50 - 100 клеток при V% = 15 -20, имеем Sx % не более 5% при β = 0,95.

Большую трудность вызывает измерение объема клеток в губчатой ткани, так как у многих объектов эти клетки имеют неправильную форму. В этом случае возможны два решения, которые дают лишь приближенные значения объема клеток.

1.Делают и фотографируют тангентальный срез с нижней поверхности листа. Снимки проецируют на экран и определяют площадь контуров 50 - 100 клеток. Затем, пользуясь объект-микрометром, измеряют высоту

клетки на поперечном срезе. Объем определяют по произведению площади проекции клетки на высоту.

2.Получив серию снимков поперечных и тангентальных срезов листа, можно построить объемную модель клетки из пластилина в удобном масштабе и определить объем клетки по объему модели, используя при этом удельный вес пластилина. Этот случай оказывается единственно возможным при необходимости определить объем клетки у растений, имеющих очень сложную амебообразную форму клеток (например, у некоторых папоротников). Ошибка измерений при этом значительна.

Число хлоропластов в клетке

Чаще всего при мацерации тканей хлоропласты в клетке сохраняют свою целостность и можно подсчитать их количество. Если число хлоропластов в клетке невелико (до 30), подсчет можно производить в нативной клетке. Если хлоропластов более 30, непременным условием является приготовление давленых препаратов. Каплю суспензии помещают на предметное стекло и закрывают покровным. Небольшого нажатия на покровное стекло достаточно, чтобы хлоропласты в клетке распределились по плоскости. Клетка при этом изменяет свою форму, но при некотором навыке удается различить палисадные и губчатые клетки.

Применение давленых препаратов повышает скорость и точность измерений по сравнению с подсчетом хлоропластов в целых клетках. На давленых препаратах обнаруживают на 30-50% больше пластид, чем в целых клетках. Подсчет хлоропластов у объектов с большим числом пластид (150 -300) облегчается, если применять окулярную сетку.

При подсчете хлоропластов нужно быть очень внимательным, так как за хлоропласты можно принять их фрагменты. Разрушение хлоропластов иногда происходит во время приготовления давленых препаратов или при

46

мацерации, если условия мацерации оказываются слишком жесткими, а также при длительном хранении фиксированного материала. В некоторых случаях наблюдается плазмолиз клетки и агглютинация хлоропластов. Тогда подсчет хлоропластов ведут на свежем материале на срезах.

Как правило, клетки палисадной и губчатой ткани существенно отличаются по объему и по числу хлоропластов. Поэтому число хлоропластов определяют отдельно в тех и других клетках. В свою очередь среди палисадных и губчатых клеток вариация по размеру составляет, как указывалось, 15-20%, а в некоторых случаях может достигать 30-35%. Поэтому при определении средней величины количества хлоропластов в клетке нужно стремиться к тому, чтобы при подсчете в поле зрения микроскопа попадали разные по величине клетки. В противном случае можно получить искаженный результат.

Средний коэффициент вариации числа хлоропластов в клетке 25-30%. Для определения среднего значения числа хлоропластов в клетке при β = 0,95 и Sx % =10 нужно произвести подсчет не менее чем в 25 - 35 клетках,

а при Sx % = 5 в 100 - 140 клетках.

Литература

1. Мокроносов А.Т., Борзенкова Р.А. Методика количественной оценки структуры и функциональной активности фотосинтезируемых тканей и органов // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 1978. Т.61. Вып. 3.

С.119-133.

ПОЛУЧЕНИЕ АЛЬБИНОСНЫХ ПРОРОСТКОВ ЯЧМЕНЯ

(по Г.Н. Чупахиной)

Для получения альбиносных проростков ячменя в качестве мутагена используется антибиотик стрептомицин, который ингибирует у бактерий 3OS-субъединицы 7OS-рибосом, в результате чего появляются ошибки при считывании природной матрицы. Помимо бактерий 7OS-рибосомы содержат хлоропласты растений, поэтому обработка семян ячменя стрептомицином приводит к подавлению синтеза хлорофилла. Из обработанных семян появляются проростки, первый лист которых имеет пигментированной только верхнюю часть, составляющую не более четверти от всей длины листа. Между зеленым и альбиносным участками находится небольшая переходная желто-зеленая зона.

Семена ячменя обрабатываются раствором стрептомицина в концентрации 2,5 мг/мл. Семена помещаются в чашки Петри в два слоя и смачиваются раствором антибиотика. Через сутки раствор впитывается семенами, поэтому приливается новая порция стрептомицина. Возможна другая схема обработки семян: первоначально семена замачиваются в воде, а че-

47

рез сутки вода заменяется на раствор антибиотика. Семена выдерживаются

вчашках Петри до прорастания, затем высаживаются в почву. Для посева используются только проклюнувшиеся в растворе стрептомицина семена.

Экспериментально полученные альбиносные проростки используются

висследовательской работе, в частности при изучении светозависимых процессов, не связанных с фотосинтезом.

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ВЛАГОЁМКОСТИ ПОЧВЫ

Под полной влагоемкостью почвы понимают то количество воды, которое способна удержать данная почва. Определение полной влагоемкости почвы необходимо при постановке опытов с почвенными культурами. Эта работа складывается из двух задач: 1) определения влажности почвы; 2) определения ее влагоемкости.

Для определения влажности почвы в металлический или стеклянный весовой стаканчик (с известным весом) берется навеска почвы и высушивается в сушильном шкафу при температуре 100-150° С в течение примерно 6 часов. После этого стаканчик с почвой ставят в эксикатор, где он остывает, а затем взвешивают. После первого взвешивания высушивание продолжается в течение часа, затем стаканчик с почвой взвешивают еще раз. Если вес стаканчика с почвой не изменился, то после второго взвешивания делают соответствующие расчеты. Во многих случаях двукратного высушивания почвы бывает вполне достаточно. В противном случае необходимо продолжить сушку до постоянного веса. Ниже приводим пример расчета влажности почвы.

	Определение влажности почвы (вес в г)								Таблица 1
Вес	Вес бюкса	Вес	Вес бюкса с почвой					Убыль в ве-	Кол-во
бюкса	с почвой	почвы	после высушивания					се (кол-во	воды в %
								воды)
			1		2		3
22,55	28,55	6,00	27,50	27,47			27,47	1,08	18,0
Количество воды расчитывают в процентах к весу почвы:
			6 г	-	100 %
			1,08 г		-	х%

х=1,08 100 =18%. 6

Вычисленный процент воды заносится в последнюю графу вышеприведенной таблицы.

48

Для определения влагоемкости употребляют цилиндры с сетчатым дном, впаянным на 1 - 2 см выше нижнего края цилиндра. Диаметр цилиндра 5 - 6 см, высота 15 - 18 см.

Можно брать стеклянные трубки, обвязанные с одного края марлей. Перед тем как насыпать землю в цилиндр, на дно его кладут кружок из полотна или фильтровальной бумаги и цилиндр со смоченным кружком взвешивают; затем в него берут навеску анализируемой почвы. После этого цилиндр помещают в чашку с водой ( под цилиндр подкладывают стеклянные палочки, чтобы дать свободный доступ воде ко дну цилиндра ). Нужно следить за тем, чтобы уровень воды в чашке не был ниже дна цилиндра, но и не стоял высоко. В первом случае почва не будет смачиваться, а во втором - нижний слой будет перенасыщаться водой. Цилиндр сверху покрывают стеклянным колпаком для создания пространства, насыщенного порами воды. Когда почва будет смочена до самого верха, цилиндр вынимают из чашки, ставят на полотенце или фильтровальную бумагу для удаления излишков воды и затем взвешивают.

Взвешивание обычно производят через 48 часов после закладки опыта. После этого цилиндр снова ставят в чашку с водой и через 2 часа производят вторичное взвешивание. Если вес цилиндра с почвой не изменился, то принимают полученную цифру, в противном случае продолжают насыщение почвы водой до постоянного веса. Расчёты для определения влагоёмкости почвы производят следующим образом.

							Таблица 2
	Определение влагоёмкости почвы (вес в г)
Вес	Вес ци-	Вес	Вес цилиндра с почвой,			Прибыль в	Кол-во
ци-	линдра с	почвы	насыщенной водой			весе (кол-во	поглощ.
линд-	почвой					поглощ. во-	воды в %
ра						ды)
			1	2	3
127,32	358,52	231,2	409,37	409,36	409,38	50,86	22
		0

Количество поглощённой воды определяют в процентах к весу взятой почвы. Вычисленный процент заносят в соответствующую графу таблицы.

231,20 - 100%

50,86 - х% х= 50231,20,86 100 = 22% .

49