Добавил:
Upload Опубликованный материал нарушает ваши авторские права? Сообщите нам.
Вуз: Предмет: Файл:
Иконников, Белозерова практикум часть3.doc
Скачиваний:
6
Добавлен:
18.04.2015
Размер:
293.89 Кб
Скачать

Российская федерация

МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение

высшего профессионального образования

ТЮМЕНСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

Институт математики, естественных наук и информационных технологий

Кафедра ботаники, биотехнологии и ландшафтной архитектуры

П.А. Иконников, А.А. Белозерова

ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ

Учебно-методический комплекс

Практикум для студентов

специальности 020803.65 «Биоэкология» и

направления 020200.62 «Биология» (бакалавр)

Часть III

Тюмень

Издательство

Тюменского государственного университета

2011

УДК: 581.1(075.3)

ББК: 28.75 я73

Ф 504, И 422

П.А. Иконников, А.А. Белозерова. Физиология растений: Учебно-методический комплекс. Практикум для студентов специальности 020803.65 «Биоэкология» и направления 020200.62 «Биология» (бакалавр). Часть III. Тюмень: Издательство Тюменского государственного университета, 2011, 40 с.

Практикум предназначен для выполнения лабораторных работ по курсу физиологии растений. Содержит описание экспериментальных работ, разъяснения основных необходимых понятий и терминов.

Рабочая программа дисциплины опубликована на сайте ТюмГУ: Физиология растений [электронный ресурс]/ Режим доступа: http://www.umk3.utmn.ru., свободный.

Рекомендовано к изданию кафедрой ботаники, биотехнологии и ландшафтной архитектуры. Утверждено проректором по учебной работе Тюменского государственного университета.

ОТВЕТСТВЕННЫЙ РЕДАКТОР: Н.А. Боме, зав. кафедрой ботаники,

биотехнологии и ландшафтной

архитектуры, д.с.-х.н., профессор

РЕЦЕНЗЕНТЫ: Н.Н. Колоколова, к.б.н., доцент

кафедры ботаники, биотехнологии и

ландшафтной архитектуры

Л.С. Тупицына, к.б.н., доцент

кафедры экологии и генетики

© ФГБОУ ВПО Тюменский государственный университет, 2011

© П.А. Иконников, А.А. Белозерова, 2011

Тема восьмая рост и развитие растений

Явления роста и развития растения не однозначны, они представляют собой две взаимосвязанные стороны единого процесса. Нельзя рассматривать рост только как простое увеличение массы и размеров организма. В таком определении не отражены сложные процессы обмена веществ, новообразования элементов структуры, клеток, органов.

Рост - это процесс новообразования элементов структуры организма, сопровождающийся увеличением количественных и качественных показателей, обусловленных доминированием процесса синтеза над распадом.

Развитие - качественные изменения обмена веществ, приводящие к новым формам роста. Процессы роста и развития неразрывно связаны. Однако темпы роста могут не совпадать. Например, озимые культуры, высеянные весной, интенсивно растут, но к репродукции не переходят, или часто при неблагоприятных условиях (засуха, засоление) быстро заканчивают жизненный цикл, но отличаются карликовым ростом.

Все процессы роста и развития осуществляются через деление, растяжение и дифференциацию меристематических клеток, обуславливающих сигмоидную или S-образную кривую роста. На рост и развитие растений оказывают влияние внутренние и внешние факторы. К важным внутренним факторам относят гормональные вещества: ауксины, гиббереллины, кинины, ингибиторы роста и факторы, обуславливающие метаболические градиенты электричества, давления и газообмена. К внешним факторам относят: интенсивность и спектральный состав света, продолжительность дня и ночи, температуру и влажность почвы и воздуха, условия питания и т.д.

Работа 1. Изучение влияния ростовых веществ на рост

Ауксины играют существенную роль в росте и корреляциях растений. Обычно в высших растениях ауксин обычно образуется в точках роста и в меристемах. Он полярно перемещается и в силу этого оказывает физиологическое влияние на зоны, значительно удаленные от мест его образования (дистанционный характер действия). Увеличение концентрации выше оптимальной приводит к обратному эффекту - резкому торможению роста.

После того, как под действием гормона завершается соответствующая реакция, организм должен так или иначе избавиться от него. ИУК, например, может быть связана путем образования:

1) комплексов с пептидами, сахарами или фенолами;

2) адсорбцией с цитоплазматическими структурами;

3) разрушением ее путем окислительного распада при участии ИУК-оксидазы.

Образование гормона, его распад или перевод в активную форму путем связывания - рычаги тонкого механизма регуляции роста и развития растения.

ХОД РАБОТЫ

Отбираем колеоптили пшеницы, перешедшие в фазу "чистого" растяжения (длина не более 10 мм). У пшеницы клеток продолжается 48 часов, овса 54 часов, кукурузы 72 часа. Затем рост колеоптиля останавливается и лишь увеличивается его масса. 5-7 колеоптилей зажимают между указательным и большим пальцами левой руки, оставив свободными концы. Отступив 4 мм от кончика с помощью линейки, нарезают отрезки длиной 5 мм. Изнутри тупой палочкой выталкивают первичный лист, а полые цилиндрики колеоптилей нанизывают на стеклянные капилляры по 10 штук и измеряют их общую длину. Капилляры с отрезками хранят в дистиллированной воде.

Затем по 2 капилляра размещают в опытные растворы и растворы фитогормонов нужной концентрации. Растворы готовят на фосфатно-цитратном буфере с рН 5,0 с 1%-ной сахарозой. Сосуды с растворами фитогормонов с капиллярами (их можно приметить разноцветным пластилином) помещают в термостат при 25-28°С. Через каждый час в течение 3 часов промеряют длину 10 отрезков (прямо на капилляре) предварительно их сдвинув.

Данные заносят в таблицу:

Влияние ростактивирущих веществ на рост в фазе растяжения

Вариант

№ сосуда

Длина 10 колептилей, мм

Прирост в длину, мм

Прирост в % от контроля

Изображают результат графически по динамике роста (увеличение общей длины) и величине приростков (ритмичность роста).

Схема опыта:

1 вариант

2 вариант

3 вариант

1) контроль

1) контроль

1) контроль

2) ИУК 10-2

2)ИУК 10-5

2)НУК 10-3

3) ИУК 10-4

3) кинетин 10-6

3) НУК 10-5

4) ИУК 10-7

4) ИУК 10-5

4) НУК 10-5

Концентрации выражены в молях, контроль - фосфатно-цитратный буфер, ИУК – индолилуксусная кислота, НУК - нафтилуксусная кислота.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) колеоптили пшеницы в стадии активного роста растения; 2) растворы кинетина, ИУК и НУК; 3) чашки Петри; 4) термостат.

Работа 2. Определение зон роста в органах растений (корень)

Для изучения зон роста растения удобно пользоваться методом нанесения тушью растертой в 5%-ном растворе декстрина, либо маркировочной жидкостью (сажу или активированный уголь растирают с парафиновым маслом).

Для нанесения меток используют тонко заточенную деревянную палочку или нитку. Проращивание семян ведут либо во влажных камерах, либо в стаканчиках с влажными опилками.

ХОД РАБОТЫ

Берут семена гороха или фасоли, конских бобов, кукурузы и проращивают во влажных опилках, в которых стеклянной палочкой делают углубления для свободного и строго вертикального роста корня. Затем на небольших (длиной 1,5-2 см) совершенно прямых, предварительно осторожно обсушенных фильтровальной бумагой корнях (3-4 корня), наносят метки, начиная от кончика корня. Расстояние между метками делают 1 мм. Метки должны быть тонкими и хорошо заметными. Далее проростки помещают в благоприятные для роста условия: во влажные камеры, в темные комнаты при температуре 20-25°С. Через сутки измеряют расстояние между метками (при увеличении ширины самих меток измеряют с их середины) и вычисляют средний суточный прирост различных участков корня.

Результаты выражают графически, откладывая на оси абсцисс номера отрезков, а на оси ординат - приросты. Делают выводы о характере роста корня. Результаты опыта записывают по схеме:

№ проростка

Зона прироста (мм)

Примечание

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

1

2

3

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) проростки с длиной корней 1,5-2,0 см; 2) тушь или маркировочная жидкость; 3) препаровальные иглы или тонко заточенные деревянные палочки; 4) миллиметровая бумага; 5) влажные камеры; 6) деревянные опилки.

Работа 3. Определение зоны роста стебля

Метод основан на учете приростов различных участков стебля за сутки.

ХОД РАБОТЫ

На четырех проростках подсолнечника высотой 2-3 см наносят тушью, начиная от верхушки проростка, по 10 меток на расстоянии 2 мм друг от друга. Помещают проростки в темноту при температуре 20-25°С, через сутки измеряют расстояния между метками и вычисляют прирост различных участков стебля.

Результаты опыта записывают в тетрадь и выражают графически, откладывая на оси абсцисс порядковый номер метки, а на оси ординат - прирост. Делают заключение о характере роста стебля.

Результаты опыта учитывают по схеме:

№ проростка

Зона прироста

Примечание

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

1

2

3

4

5

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) проростки подсолнечника высотой 2-3 см, выращенные в темноте; 2) тушь; 3) препаровальные иглы или деревянные лопаточки; 4) линейка.

Работа 4. Наблюдение роста при помощи горизонтального микроскопа

Метод основан на учете смещения нарастающего кончика корня в делениях окулярмикрометра через определенные промежутки времени.

ХОД РАБОТЫ

На столике микроскопа укрепляют влажную камеру с проросшими семенами так, чтобы в поле зрения микроскопа при малом увеличении был виден прямой кончик корня. Трубу микроскопа переводят в горизонтальное положение. Совмещают кончик корня с каким-либо делением шкалы окулярмикрометра и отмечают смещение нарастающего кончика через каждые 10 минут в течение часа. Полученные данные выражают графически.

Результаты опыта учитывают по схеме:

Время наблюдения, мин

10

20

30

40

50

60

Отсчеты в делениях окулярмикрометра

Приросты в делениях окулярмикрометра

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) влажные камеры с проросшими семенами льна; 2) микроскоп; 3) окулярмикрометр.

Работа 5. Задерживающее и стимулирующее действие гетероауксина на рост семян

Метод заключается в проращивании семян на растворах различных концентраций гетероауксина в учете длины корешков.

ХОД РАБОТЫ

Пять чашек Петри выстилают фильтровальной бумагой, увлажняют ее 9 мл воды или раствора гетероауксина 0,01; 0,001; 0,0001 и 0,00001%-ной концентрации.

Для получения указанных концентраций 1 мл исходного 0,01% раствора гетероауксина, наливают в мерный цилиндр на 10 мл и доливают водой до черты, тщательно перемешивают; отсюда 9 мл помещают в чашку Петри, а оставшийся 1 мл разбавляют водой до черты.

На увлажненную фильтровальную бумагу раскладывают по 5 зерновок кукурузы или пшеницы и закрывают чашки Петри крышкой. Затем помещают их в темное место при температуре 20-25°С.

На следующем занятии (через неделю) измеряют длину корешков и делают вывод.

Результаты измерений записывают по схеме:

Вариант опыта

Суммарная длина корешков, см

Средняя длина корешков на одно растение, см

Длина корешка в % к контролю

Дистиллированная вода (контроль)

Гетероауксин

0,01%-ный

0,001%-ный

0,0001%-ный

0,001%-ный

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) семена злаков или других растений; 2) чашки Петри; 3) раствор гетероауксина 0,01%-ный; 4) пипетки на 1 мл; 5) мерные цилиндры на 10 мл; 6) фильтровальная бумага; 7) дистиллированная вода.

Работа 6. Прерывания покоя у клубней картофеля с помощью тиомочевины

В ряде научно-практических работ доказано ростактивирующее действие тиомочевины (CH4N2S). При этом методе клубни картофеля погружают в 1 %-ный раствор тиомочевины.

ХОД РАБОТЫ

4-5 клубней, находящихся в состоянии покоя заливают в стеклянной банке раствором тиомочевины, а в другой банке - водопроводной водой и оставляют на 2-3 часа. Затем клубни высаживают во влажный песок в поддонники и помещают в теплицу при температуре 20-25 °С. Отмечают начало прорастания опытных и контрольных клубней, делают вывод о значении обработки картофеля тиомочевиной. Результаты опыта записывают по схеме:

Вариант опыта

Число проросших клубней картофеля

Стимулирование прорастания клубней тиомочевиной

(% к контролю)

Через одну неделю

Через две недели

Всего

Водопроводная вода (контроль)

Тиомочевина (1%-ный раствор)

Можно испытать также действие на изменение покоя различных концентраций тиомочевины и механического воздействия (уколы иглой) на глазки клубней.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) клубни картофеля; 2) кристаллизатор или банка; 3) поддонники; 4) тиомочевина (1%-ный раствор); 5) кварцевый песок.

Работа 7. Избирательное (селективное) действие гербицида 2,4-Д

Селективные гербициды - это химические вещества, которые в определенных дозах уничтожают сорняки, не повреждая культурные растения. Для борьбы с двудольными сорняками в посевах злаковых применяют производные феноксиуксусной кислоты, в частности дихлорфеноуксусную кислоту.

Натриевая соль 2,4-Д довольно хорошо растворяется в воде. В концентрациях 0,01-1,0% 2,4-Д подавляет рост и развитие сорных двудольных растений и не повреждает растения семейства злаковых. Но необходимо строго соблюдать концентрацию и расход раствора на единицу площади, так как в очень низких концентрациях гербицид может стимулировать ростовые процессы, а в более высоких концентрациях (выше 1%) - угнетать рост и развитие всех растений.

ХОД РАБОТЫ

7-10-дневные проростки овса и двудольных растений, выращенных вместе в цветочном горшке, опрыскивают из ручного пульверизатора 0,2%-ным раствором 2,4-Д из расчета 20 мл на сосуд. Те же растения (контрольные), выращенные в другом горшке опрыскивают водопроводной водой в том же количестве.

Записывают состояние растений перед опрыскиванием (в начале опыта) и через неделю после опрыскивания (в конце опыта), и делают вывод о действии 2,4-Д на различные растения.

Результаты опыта учитывают по схеме:

Вариант опыта

Культура

Количество растений

Высота растений (в среднем), см

Количество листьев (среднее на 1 растение)

Фаза развития

до опыта

после опыта

до опыта

после опыта

до опыта

после опыта

до опыта

после опыта

контроль

овес

горох

горчица

2,4-Д

овес

горох

горчица

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) 7-дневные проростки овса, гороха и горчицы (смесь); 2) горшки (цветочные); 3) кварцевый песок; 4) раствор 2,4-Д (0,2%-ный); 5) ручной пульверизатор.

Работа 8. Эпинастические и гипонастические изгибы листьев под влиянием гетероауксина

Настии - это ростовые движения, которые вызываются диффузно действующими раздражителями (перемена температуры, освещения, влажности и т.п.). Если более быстрый рост наблюдается на морфологически верхней стороне органа, получается изгиб вниз (эпинастия). Более быстрый рост нижней стороны приводит к изгибу вверх (гипонастия).

ХОД РАБОТЫ

Берут растения (лучше колеус) в возрасте около одного месяца. Наносят ланолиновую пасту с гетероауксином (20 мг гетероауксина на 1 г ланолина) у одних листьев (4 листа) на нижнюю сторону черешка, у других - на верхнюю. Предварительно измеряют углы отхождения листа. Через 30-40 минут после нанесения пасты измерение углов повторяют. Отмечают, на сколько градусов изменился угол отхождения листа. Опускание листьев, черешок которых был смазан с нижней стороны, доказывает, что гетероауксин способен давать местное усиление роста черешка.

Результаты опыта записывают по схеме:

Номер листьев

Паста нанесена

Угол отхождения листа от стебля

Изменение угла отхождения листа

от стебля, в градусах

до

опыта

после опыта

с верхней стороны черешка

с нижней стороны черешка

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) растения колеуса в возрасте около одного месяца; 2) ланолиновая паста с гетероауксином (20 мг на 1 г ланолина, рецепт приготовления в приложении); 3) стеклянные палочки; 4) транспортир.

Работа 9. Значение листьев для укоренения черенков

Ауксины, образуясь в верхушечных меристемах стеблей и листьев, передвигаются вниз и стимулируют образование придаточных корней. Успешнее укоренение идет, если сохраняются листья. Ауксины в нижней части черенка образуют сначала каллус (нарост из-за увеличения количества и массы недифференцированных клеток), а затем появляются корни.

ХОД РАБОТЫ

Срезают одинаковые по развитию черенки традесканции с 5-6 листьями. Далее по 2 черенка помещают в пробирку с вариантами:

  1. листья сохранены;

  2. удалены все листья и точки роста;

  3. все листья целые, но закрыты светонепроницаемой фольгой;

  4. листья удалены, сохранена точка роста;

  5. удалены 3 нижних листа;

  6. удалены 3 верхушечных листа.

Пробирки заполняют водопроводной водой и ставят в штатив, который закрывают в нижней части светонепроницаемой бумагой. Штатив ставят в условия хорошей освещенности. Через 1-2 недели осматривают и зарисовывают растения. Констатируют степень развития корневых проростков, придаточных корней их длину и количество.

Делают вывод о значении листьев, их возраста и влияние света на образование и рост корней.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) черенки традесканции; 2) штатив; 3) пробирки; 4) бумага светонепроницаемая; 5) алюминиевая фольга.

Работа 10. Фототропизм

Тропизмами называют процессы изгибания органов растений под влиянием односторонне действующих раздражителей. Тропизмы у органов с радиальной симметрией (стебель, корень, колеоптиль) могут быть положительными (изгиб в сторону раздражителя) и отрицательными (изгиб в противоположную сторону).

Тропизмы - ростовые движения, обусловленные неравномерным ростом двух противоположных сторон какого-либо органа, причем быстрее растущая сторона становится выпуклой.

Один из видов тропизмов - фототропизм - изгибание растущих частей растения под влиянием одностороннего (бокового) освещения. Явление фототропизма удобно наблюдать на колеоптилях злаков.

ХОД РАБОТЫ

На колеоптили злаков, выращенных в темноте фототропической камеры, быстро нанести метки тушью на равных расстояниях. На верхушки других надеть светонепроницаемые колпачки, обернув кусочек фольги вокруг спички. Поместить проростки в фототропическую камеру так, чтобы нанесенные на колеоптили метки оказались на затененной стороне, т.е. были обращены к стенке противоположной той, в которой имеется отверстие. Поставить камеру на подоконник или перед настольной лампой отверстием в сторону источника света.

Через сутки рассмотреть проростки, обратив внимание на расположение меток. Зарисовать проростки в начале опыта и в конце.

Сделать выводы, ответив на следующие вопросы:

1) Где находится место восприятия одностороннего освещения?

2) В какой зоне происходит фототропический изгиб?

3) Каков механизм фототропического изгиба?

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) проростки злаков, выращенные в полной темноте в стаканчиках; 2) фототропическая камера - светонепроницаемый ящик с зачерненными внутренними стенками и небольшим отверстием в одной из стенок; 3) фольга; 4) тушь; 5) спички (одна из них заостренная).

Работа 11. Геотропизм (проявление положительного геотропизма у стебля и отрицательного у корня)

Геотропизм - процесс изгибания растущих частей растения под влиянием одностороннего действия силы земного притяжения (гравитации). Для получения геотропических изгибов корни или стебли, росшие до этого вертикально, нужно поместить в горизонтальное или наклонное положение и создать благоприятные для роста условия.

ХОД РАБОТЫ

Обернуть квадратную стеклянную пластинку фильтровальной бумагой, смочить бумагу водой и разложить в верхней части пластинки едва наклюнувшиеся семена льна или горчицы на расстоянии около 1 см одно от другого корешками (острыми носиками) вниз. Семена благодаря ослизнению оболочек прилипают к бумаге. Поместить пластинку во влажную камеру (внутреннюю поверхность сосуда обложить фильтровальной бумагой и налить немного воды), закрыть стеклом.

В другом варианте данного эксперимента можно использовать также кубики пенопласта, на которые тонкой иглой (через семядоли!) наколоть семена (гороха, фасоли, бобов, кукурузы и др.) в разном положении.

Поместить пластинку с семенами в слегка наклонном положении в сосуд, на дно которого налито немного воды. Закрыть сосуд стеклом и поставить в темное место.

Через 2-3 дня, когда корешки немного вырастут, вынуть пластинку, повернуть также на 90 градусов и снова вставить в сосуд так, чтобы все корни оказались в горизонтальном положении, либо изменить положение пенопластных кубиков.

Для выявления роли зоны деления в явлении геотропизма у части проростков срезать острой бритвой кончик корня (1-2 мм). Закрыть сосуд и вновь поместить его в темноту. Через 1-2 дня рассмотреть и зарисовать проростки. В выводах отметить место восприятия действия земного притяжения, зону геотропических изгибов стебля и корня и объяснить механизм этих изгибов.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) наклюнувшиеся семена льна, горчицы или других растений; 2) стеклянная банка либо пластиковый контейнер; 3) стеклянная пластинка размером немного меньше банки; 4) фильтровальная бумага; 5) ножницы; 6) пинцет; 7) лезвие бритвы.

Работа 12. Гидротропизм

Тропизм, вызываемый односторонним расположением зоны увлажнения, называется гидротропизмом. Способность к положительным гидротропическим изгибам хорошо выражена у корней, которые при неравномерном распределении влаги в почве направляются в более влажные участки. Причем экспериментально доказано, что фактор увлажнения является более мощным аттрагирующим фактором, нежели, например, элементы минерального питания.

ХОД РАБОТЫ

Обернуть стеклянные пластинки фильтровальной бумагой, смочить бумагу водой и разложить на одной стороне равномерными рядками семена льна или горчицы. Семена смачиваются и прилипают к бумаге.

Налить в широкую емкость немного воды и наклонно поставить туда пластинку, так чтобы семена оказались на нижней стороне пластинки. Одну емкость плотно закрыть стеклом, чтобы создать насыщенную водяными парами атмосферу, другую оставить открытой.

Через несколько дней рассмотреть и зарисовать положение корешков в обоих сосудах. В выводах объяснить причины неодинакового роста корней в различных вариантах.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) семена льна или горчицы; 2) широкие стеклянные банки или прозрачные пластиковые контейнеры (2 шт.); 3) стекло для накрывания одной из банок или контейнера; 4) стеклянные пластинки (2 шт.); 5) фильтровальная бумага.

Работа 13. Эпинастические и гипонастические изгибы черешков под действием индолилуксусной кислоты (ИУК)

В отличие от тропизмов, которые вызываются односторонним (векторным) действием какого-либо фактора, настии возникают под влиянием диффузно (ненаправленно) действующих раздражителей (изменение освещенности, температуры и др.).

Настии характерны для органов с двусторонне-симметричным (дорзовентральным) строением и проявляются в опускании органа вниз (эпинастия) или изгибании вверх (гипонастия).

В основе настических движений лежат или неодинаковые изменения тургора на двух сторонах какого-либо органа, или (как при тропизмах) разная скорость роста его верхней и нижней сторон.

Ростовые настические движения листьев - результат неравномерного распределения ауксинов на верхней и нижней сторонах черешка. Настические движения листьев можно вызвать искусственно, нанося на черешки ланолиновую пасту, содержащую индолилуксусную кислоту (ИУК).

ХОД РАБОТЫ

Выбрать два одинаковых супротивных листа гортензии или два соседних листа томатов и измерить транспортиром углы отхождения листьев от стебля. Нанести при помощи стеклянной палочки ланолиновую пасту с ИУК на нижнюю сторону черешка одного листа и на верхнюю сторону другого. Через час снова измерить углы отхождения листьев. Через несколько дней сделать еще одно измерение и зарисовать положение листьев с обработанными черенками. Результаты записать в таблицу, вычислив, на сколько градусов изменились углы отхождения листьев (увеличение обозначить знаком «+», уменьшение – знаком «-»).

Сделать вывод о причинах эпи- и гипонастий.

Растение

Сторона черешка, обработанная пастой с ИУК

Угол отхождения листа от стебля, град.

Изменение угла отхождения листа, град.

до обработки

после обработки

нижняя

верхняя

МАТЕРИАЛ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) горшечный экземпляр гортензии, растение томатов в возрасте около одного месяца; 2) ланолиновая паста с ИУК; 3) транспортир; 4) стеклянная палочка.

Работа 14. Полярность черенков

Полярностью называют проявление неравномерности физико-химических особенностей и физиологических свойств морфологически противоположных концов растений (стебля - корня) и его отдельных частей (органов, клеток).

Полярность проявляется, например, в образовании на противоположных концах тела растения различных органов, независимо от положения по отношению к силе тяжести.

Полярность можно продемонстрировать на черенках тополя, легко образующих придаточные корни (для опыта следует использовать побеги, выросшие у основания ствола, так как черенки, вырезанные из кроны взрослых деревьев, укореняются значительно хуже). Одна из причин полярности черенков - односторонний (полярный) транспорт ауксина, стимулирующего в местах своего накопления образования каллюса (наплыва) и заложения придаточных корней.

ХОД РАБОТЫ

Приготовить влажную камеру, для чего обложить внутри стеклянный цилиндр фильтровальной бумагой и налить на дно немного воды. Наклоняя цилиндр, добиться плотного прилипания бумаги к его стенкам.

Вырезать из побега тополя три одинаковых черенка, длина которых должна быть на 5-6 см меньше высоты цилиндра. У одного черенка снять в средней части кольцо коры (до древесины) шириной около 1 см.

Подвесить черенки при помощи ниток к пробке так, чтобы два черенка, в том числе окольцованный, находились в нормальном положении, а третий - в перевернутом. Опуская черенки в цилиндр, следить за тем, чтобы их концы не касались воды. Черенки должны беспрепятственно снабжаться кислородом, поэтому цилиндр закрывают пробкой неплотно.

Поставить цилиндр с черенками в темное место и время от времени, по мере испарения воды, подливать ее на дно цилиндра. Через 2-3 недели можно наблюдать образование на черенках каллюса, придаточных корней и побегов.

Сделать соответствующие рисунки.

В выводах указать, по какой части стебля и в каком направлении передвигается ауксин.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) безлистные побеги ивы или тополя длиной 50-60 см, выросшие из спящих почек в основании ствола или корневых отпрысков; 2) стеклянный цилиндр высотой около 25 см с корковой пробкой; 3) скальпель; 4) ножницы; 5) фильтровальная бумага; 6) нитка.

Работа 15. Апикальное доминирование у растений

Верхушечная почка (апекс) побега обычно растет гораздо активнее, чем пазушные почки, хотя совершенно очевидно, что она расположена наименее благоприятно в отношении условий снабжения питательными веществами. Верхушки побега коррелятивно подавляют пробуждение одних почек и рост боковых побегов. Это явление получило название апикального доминирования. Несомненно, важную роль здесь играют ауксины, вырабатываемые верхушкой и передвигающиеся сверху вниз (базипетально). Для объяснения механизма апикального доминирования предложено несколько гипотез:

  1. ауксин, передвигаясь в сверхоптимальных дозах, задерживает рост боковых побегов и почек;

  2. верхушечная почка наиболее богатая ауксином является центром притяжения (аттрагирующим центром) воды, питательных веществ, особенно азотистых, которых и не хватает для развития побегов;

  3. под действием ауксинов синтезируется ингибитор роста, тормозящий распускание боковых побегов.

У некоторых растений (например, подсолнечника) апикальное доминирование распространяется почти на всю длину стебля. У других, таких как томаты, это влияние распространяется только на верхнюю часть стебля. Горох принадлежит к растениям, у которых апикальное доминирование также сильно выражено.

ХОД РАБОТЫ

Из десяти одинаковых растений гороха (высота 15-20 см) у восьми срезают верхушки (декапитируют). Два растения оставляют интактными, то есть целыми (контроль). На поверхность 2-х декапитированных растений наносят пасту с ИУК, на 2-х других наносят ланолиновую пасту без ИУК, еще 2 растения обрабатывают кинетином. Оставляют еще и другой контроль, то есть 2 растения декапитированные, но без всякой обработки. Все растения помещают в хорошие условия и ежедневно поливают. Проводят наблюдения за растениями, отмечают появление пазушных побегов, измеряют их количество, длину.

Вариант

Боковые побеги, шт.

Длина боковых побегов, см

каждого

суммарная

Контроль (интактное)

Контроль

ИУК (паста)

Без ИУК (паста)

Кинетин

Зарисовать и сделать выводы по каждому варианту.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) стаканы и песчаные сосуды с растениями гороха; 2) паста с ИУК и без нее; 3) раствор кинетина 0,4 мг/л; 4) лезвие; 5) линейка.

Работа 16. Явление корреляции при опадении листовых черешков

У нескольких листьев колеуса полностью удаляют листовые пластинки, оставляя только черешки (1 вариант). Листовые пластинки у растений 2 варианта удаляют не полностью, срезая на 4/5. У растений 3 варианта удаляют листовые пластинки полностью, но на черенки наносят ланолиновую пасту с 0,5% ИУК. Растения всех вариантов оставляют в помещении с высокой влажностью воздуха.

Через неделю наблюдают корреляции, обусловленные действием ростовых веществ. Черенки растений 1 варианта желтеют и опадают, а 2 и 3 вариантов прочно сидят на стебле. Можно испытать также отдельное и совместное действие других ростовых веществ.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) 0,5% ланолиновая паста с ИУК; 2) растения колеуса.

Работа 17. Влияние этилена на рост растений

Уже много лет назад было установлено биологическое действие этилена на процессы созревания плодов. Этилен вызывает раскрытие цветочных почек, опадение цветков и листьев, нарушение тропических реакций и др. Этилен - обычный метаболит растений. Он образуется в незначительных количествах и поскольку он проявляет активность в тех клетках, в которых он не производится, его считают растительным гормоном. Простейшим источником этилена являются перезревающие плоды (яблоки, бананы в стадии покрытия коричневыми пятнами). Они выделяют примерно 0,05 этилена за час на 1 кг биомассы.

ХОД РАБОТЫ

Возможны различные варианты проведения данного эксперимента. Приводим некоторые из них.

а) Чашки Петри с проростками гороха помещают в эксикатор, где добавляют этилен в концентрации 1 мл/л.

При отсутствии этилена можно поместить в эксикатор зрелый плод (яблоко). Опыт ведут 8-10 дней в темноте. Наблюдая за контрольными и опытными вариантами, мы видим, что стебли гороха утрачивают геотропическую реакцию, становятся ребристыми и утолщенными и рост их тормозится.

б) Под влиянием этилена можно наблюдать эпинастические изгибы листьев молодых растений подсолнечника. Растения помещают в герметичный контейнер с этиленом в концентрации 0,1 мл/л и выдерживают 24 часа на свету.

Затем транспортиром измеряют величину углов между листьями и стеблем. Этилен вызывает изгибание листьев книзу, тогда как в контрольном варианте угол наклона составляет величину меньше 900. Отметить более высокую чувствительность растений на концентрацию этилена при эпинастии.

в) Влияние этилена на рост корней. Несколько прорастающих семян гороха, бобов или люпина прикрепляют иголками к пробке приклеенной на стеклянную пластинку. Их помещают в герметичную влажную камеру, где добавлен этилен в концентрации 1 мл/л. В контрольном и опытном вариантах сравнивают через неделю длину и толщину корней, развитие боковых корней и геотропическую реакцию корневой системы. Данные сводят в таблицу и делают выводы.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) семена гороха и других бобовых; 2) молодые растения томата и подсолнечника; 3) вакуум - эксикатор или другой герметический контейнер; 4) этилен; 5) транспортир.

Работа 18. Удлинение стеблей под действием гиббереллина

ХОД РАБОТЫ

Используют растения огурца либо других растений. Семена огурцов проращивают на песке или опилках в стаканах. Как только появятся на поверхности семядоли, на следующий день наносят на верхушечную точку роста гиббереллин в концентрации 5мг/л, а еще через 48 часов измеряют длину стебля выше семядолей. Регулятор растворяют в 95%-ном спирте и добавляют смачиватель (следы стирального порошка).

Параллельно ведут вариант без гиббереллина, дистиллированная вода со следами смачивателя. Можно также испытать действие гиббереллинподобных веществ, выделенных из тканей растений специальными призмами (Клейн P.M., Клейн Д.Т., 1974, стр. 368). Результаты оформляют в виде таблицы. Делают выводы.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) семена огурцов; 2) стаканчики с песком; 3) раствор гиббереллина 5 мг/л; 4) линейка.

Работа 19. Влияние кининов на задержку распада хлорофилла в листьях

Кинины или цитокинины активируют деление клеток, стимулируют прорастание семян, ускоряют развитие почек. Но самыми яркими тестами на присутствие кинина являются эффект аттракции (притяжение питательных веществ) и замедление выцветания (фотодеструкции) хлорофилла в листьях.

ХОД РАБОТЫ

Из растения колеуса или других комнатных растении пробочным сверлом (диаметром 1-1,5 см) вырезают по 10 дисков из зрелых листьев. Их помещают на круглые бумажные фильтры в чашки Петри.

В контрольную чашку добавляют 3 мл дистиллированной воды, в опытную - 3 мл кинетина (6 фурфуриламинопурина) в концентрации до 5 мг/л. Параллельно можно испытать вариант на вытяжках из различного растительного материала (ткани проростков, зеленых яблок, почек, зерен кукурузы и т.д.) на цитокининовую активность, поскольку данная проба может служить полуколичественным методом определения кининов. После этого диски выдерживают 4-5 дней в темноте при t=250С.

Содержание хлорофилла определяют визуально или количественно на ФЭК. Делают выводы, данные заносят в таблицу.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) комнатные растения (колеус); 2) чашки Петри; 3) круглые бумажные фильтры; 4) пробочные сверла; 5) кинетин в концентрации 5 мг/л.

Работа 20. Влияние фитохрома на прорастание семян салата

Для выполнения данной работы необходимо проработать теоретическую главу учебников о строении и функциях фитохрома как триггера многих светозависимых реакций растения.

Фитохром – рецепторный пигмент, регулирующий многие процессы роста и развития растений, в том числе прорастание световсхожих семян. Фитохром (Ф) может находиться в двух формах: поглощающей красный свет (Фк) и поглощающий дальний красный свет (Фдк). Под влиянием красного света (660 нм) первая форма превращается во вторую; под влиянием дальнего красного света (730 нм) вторая форма превращается в первую.

Физиологический эффект двух форм неодинаковый, часто противоположный. Прорастание семян салата стимулируется красным светом и подавляется дальним красным светом.

Участие фитохрома в этом процессе подтверждается тем, что стимулирующий эффект красного света на прорастание семян не проявляется, если после красного света семена облучают дальним красным светом.

ХОД РАБОТЫ

Семена салата помещают на прорастание в темный бокс за 8-20 часов до начала занятия. За это время они набухают, но не прорастают из-за отсутствия света. Во время занятия контрольные семена не вынимают из темного бокса, а опытные облучают по схеме:

1) 2 минуты красного света; 2) 4 минуты дальнего красного света; 3) 2 минуты красного + 4 минуты дальнего красного света; 4) 4 минуты дальнего красного света + 2 минуты красного.

После облучения все семена возвращают в темный бокс. Через несколько дней подсчитывают число проросших семян в контрольном и опытных вариантах.

Результаты записывают в форме таблицы.

Вариант опыта

Всего семян, шт.

Проросших семян

Разница с контролем

шт.

%

Контроль (темнота)

Красный

свет

Дальний красный свет

Красный + дальний красный свет

Дальний красный свет + красный

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) использовать соответствующие светопотоки спектрофотометра или фотоколориметра 660 нм, 730 нм, либо облучатели красного цвета (люминесцентные лампы с двумя слоями красного целлофана) и дальнего красного светаПрямая соединительная линия 1(лампы накаливания с двумя слоями красного и двумя слоями синего целлофана, водным экраном); 2) бюксы с семенами салата; 3) светонепроницаемые пакеты или темные боксы; 4) пинцеты.

Работа 21. Влияние гетероауксина, гиббереллина, кинетина на прорастание и скорость роста пыльцы

ХОД РАБОТЫ

Проращивание пыльцы ведут во влажной камере в термостате при 20-25°С. Можно использовать пыльцу линейных, примулы, тыквенных, пасленовых и других. Влажная камера делается таким образом: на предметное стекло кладется стеклянное, полиэтиленовое или парафиновое кольцо, диаметром 10-12 мм и высотой 5-6 мм.

Нижний и верхний края кольца смазывают вазелином. Сверху накрывают покровным стеклом, на внутреннюю сторону которого наносится капля одного из исследуемых растворов. Пыльцу сметают мягкой кисточкой из треснувшего пыльника и высевают на поверхность капли сначала в контроле, потом с фиксированным интервалом 10-15 минут на опытных растворах.

Схема опыта следующая:

  1. 10%-ная сахароза на 1%-ном агаре - контроль;

  2. гетероауксин 3-4 мг/л +контрольный раствор;

  3. гиббереллин 1 мг/л + контрольный раствор;

  4. кинетин 1 мг/л + контрольный раствор.

Рост и размеры пыльцевой трубки определяют окуляр-микрометром, предварительно определив цену деления микроскопа.

Через час ведут наблюдение под микроскопом при небольшом увеличении. Определяют процент проросших зерен, затем измеряют длину 10 трубок. Вслед за контролем так же измерения ведут в опыте. Учитывая время, через 2 часа исследования повторяют.

Результаты заносят в таблицу.

Вариант

Количество проросших пыльцевых зерен, шт.

Длина пыльцевой трубки, мкм

Скорость роста за 1 час, мкм

через

1 час

через

2 часа

через

1 час

через

2 часа

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) пыльца; 2) предметные и покровные стекла; 3) раствор сахарозы; 4) ИУК; 5) кинетин; 6) гиббереллин; 7) агар; 8) влажные камеры.

Работа 22. Действие света на рост растений

Воздействие световой энергии в первую очередь отражается на прохождении растениями фазы растяжения и дифференцировки (формирования механических тканей), развитии листьев и ряде других процессов. Выращенные в темноте растения резко отличаются от выросших на свету и называются этиолированными. Они отличаются не только по внешнему и внутреннему строению, но и по биохимическому составу пигментов. То, что этиоляция растений не связана с отсутствием фотосинтеза, подтверждается фактом, когда лишь кратковременное освещение (до нескольких минут) устраняет появление этиолированных растений.

ХОД РАБОТЫ

В стакан с влажным песком или опилками высаживают 5 наклюнувшихся семян гороха, огурца или других растений (лучше двудольных). Два стакана поместить в полную темноту. Два оставить на ярком свете. Растения поливать без нарушения светового режима. Через неделю один стакан, находившийся в темноте, выставляют на свет. Через 2 недели проводят описание вида растений, измерение органов, листовой индекс (отношение длины к ширине листовой пластинки), проводят анатомическое изучение и измерение клеток.

Результаты заносят в таблицу.

Вариант

Длина стебля

Диаметр стебля

Количество

Листовой индекс

Размеры клеток тканей

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) наклюнувшиеся семена гороха; 2) стаканы с опилками; 3) фототропическая камера; 4) микроскоп; 5) линейка.

Работа 23. Определение жизнеспособности пыльцы по Диакону П.

О жизнеспособности пыльцы в данном методе судят по действию активного дыхательного фермента цикла Кребса - сукцинатдегидрогеназы. Бесцветный раствор 2,3,5-трифенилтетразолия хлорида восстанавливается в присутствии фермента в формазан ярко-красного цвета. Погибшая пыльца окрашивания не дает.

Поскольку пыльца растений очень чувствительна к воздействующим факторам среды, данный тест может служить оценкой вредного влияния условий на растения.

ХОД РАБОТЫ

Готовится фосфатный буфер Серенсена (рН=7,17); для его получения смешивают 70 мл 1/15 раствор Na2HPO4×2H2O и 30 мл 1/15 М раствора КН2РО4.

На фосфатном буфере готовят 0,5%-ный раствор 2,3,5-трифенилтетразолий хлорида. В 1-2 капли данного реактива на предметном стекле помещают исследуемую пыльцу. Равномерно распределив ее на предметное стекло накрывают покровным и переносят в термостат при t=37°C на 30 минут.

Рассматривают по 5 полей зрения в каждом из 3-5 препаратов. Живые зерна пыльцы окрашиваются. Таким методом можно получить отчетливые результаты со многими сельскохозяйственными культурами.

Пыльца многих (но не всех) растений долго хранится в сухом состоянии при t=10°C. У некоторых растений пыльца мало жизнеспособна и ее следует использовать в первые дни после сбора. Предложенную методику можно сравнить с методом определения жизнеспособности пыльцы по Шардакову, а еще лучше путем прямого проращивания пыльцы в искусственной среде агар-агаром и 10%-ной сахарозой в кольцевой камере.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) пыльца растений; 2) буферный раствор Серенсена; 3) микроскоп; 4) предметные и покровные стекла; 5) 2,3,5-тетразолийхлорид; 6) термостат.

Работа 24. Определение жизнеспособности пыльцы по B.C. Шардакову

Метод основан на выявлении пероксидазы, которая с реактивом, содержащим бензидин, дает в присутствии перекиси водорода ярко-розовое, либо темно-красное окрашивание. Таким методом можно выявлять жизнеспособную пыльцу. Погибшая пыльца такого окрашивания не дает, поскольку данный фермент (пероксидаза) у них разрушается. Однако, как отмечает ряд авторов, данный метод дает несколько завышенные результаты особенно при исследовании долго хранившейся пыльцы.

ХОД РАБОТЫ

Непосредственно перед анализом готовят четыре свежих раствора, которые хранят в темной посуде.

  1. В 100 мл 50%-ного этилового спирта растворяют 200 мг бензидина основного.

  2. В 100 мл 50%-ного этилового спирта растворяют 150 мг

ά-нафтола.

  1. В 100 мл дистиллированной воды растворяют 250 мг углекислого натрия.

4. В капельнице подготавливают свежий 0,3%-ный раствор перекиси водорода.

Первые три раствора смешивают в разных объемах и наливают в капельницу. Анализируемую пыльцу помещают на предметное стекло. Капают вышеуказанную смесь трех растворов, размешивают и добавляют каплю перекиси водорода.

Жизнеспособная пыльца дает окрашивание через 3-4 минуты. Подсчитывают % жизнеспособности пыльцы в нескольких полях зрения.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) пыльца пшеницы, томатов и др.; 2) бензидин основной; 3) ά-нафтол; 4) Na2CO3; 5) перекись водорода; 6) микроскоп; 7) предметные и покровные стекла.

Работа 25. Выведение почек из состояния покоя

Покоящиеся почки находятся на зимующих растениях и отдельных зимующих органах. Сигналом к прекращению глубокого покоя служит в большинстве случаев низкие температуры. Холод, скорее всего, индуцирует локальную активацию генов.

Другими факторами, выводящими растений из состояния покоя, могут служить тепло, пары эфира, этиленхлоргидрин.

ХОД РАБОТЫ

Веточки сирени, черемухи, ивы, березы или других растений помещаем в воду с 36-400С на 12 часов. Другие веточки помещаем в контейнер с парами диэтилового эфира, III вариант обработать инъекцией спирта, IV вариант обработать этиленхлоргидрином. Можно использовать вариант с обработкой ауксином и гиббереллином. Контрольный вариант обрабатывают водой. Затем выдерживают растения в нормальных условиях. Следят за распусканием почек. Делают выводы.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) однолетние ветки древесных растений; 2) серный эфир; 3) этиленхлоргидрин; 4) термостат; 5) водяная баня.

Работа 26. Укоренение черенков с помощью стимуляторов роста.

А) Гетероауксин вызывает усиленное образование корней у черенков травянистых (особенно фасоли) и древесных растений. При этом основано применение его в сельском хозяйстве для размножения черенками укоренившихся растений.

ХОД РАБОТЫ

а) Берут 10-дневные проростки фасоли высотой 11-13 см. Срезают у основания 4 одинаковых по высоте и общему развитию проростка. Подрезают их подводой примерно на 1 см.

Два проростка (контрольных) помещают в стакан или колбу с водопроводной водой, а два других опытных - в такую же посуду с 0,01%-ным раствором гетероауксина на 3 часа.

Затем черенки из раствора гетероауксина вынимают, ополаскивают их основания водопроводной водой и помещают также в нее. Черенки погружают в воду на глубину 4-5 см и оставляет на свету при температуре около 20°С до образования корней. В конце опыта учитывают число возникших корней и делают вывод о действии гетероауксина. Результаты учета записывают по схеме:

Вариант опыта

Число образовавшихся корней

Стимулирование корнеобразования гетероауксином (% к контролю)

Водопроводная вода (контроль)

0,01%-ный раствор гетероауксина

б) Нарезав одинаковые черенки ивы, удалить у них нижние листья. Одни черенки с нижней стороны 2 см смазать ланолиновой пастой и высадить во влажный песок. Испытать также варианты с действием растворов ауксина в концентрации 200 мг/л. Для этого взять колбы с раствором гетероауксина и дистиллированной водой и поместить туда черенки ивы, погрузив их в жидкость на половину длины.

Результаты пронаблюдать через неделю - полторы и оформить в виде таблицы и графиков.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) 10-дневные проростки фасоли; 2) колбы конические на 200 мл; 3) химические стаканы на 200 мл; 4) 0,01%-ный раствор гетероауксина; 5) ножницы; 6) кристаллизатор.

Б) В практике растениеводства весьма важно обеспечить укоренение черенков различных растений. Обработка черенков стимуляторами роста способствует лучшей приживаемости черенков и благоприятствует их дальнейшему росту.

Черенки бывают стеблевые, корневые и листовые. Чаще всего применяются стеблевые черенки, которые могут быть деревянистыми. Лучше укореняются черенки с однолетних побегов.

ХОД РАБОТЫ

Для обработки черенков можно применить гетероауксин, индолилмасляную и нафтилуксусную кислоты. Стимуляторы роста растворить в спирте (0,5 мл на каждые 10 мг вещества), либо в горячей воде. Можно использовать черенки ивы, тополя и травянистые черенки фасоли. Размер их от 20 до 30 см. Время выдержки черенков указаны в приложении. Черенки погружают на 1/3 длины, деревянистые на 0,5 длины. Затем черенки ополаскивают и помещают в субстрат (например, смесь песка с торфом), который должен быть стерилен во избежание появления корневой гнили. Соблюдая высокую влажность (относительная влажность от 60 до 80% и 22-25°С, и при хорошем освещении без прямых солнечных лучей проводят укоренение 1,5-2 недели. Параллельно ставят опыт с необработанными черенками (контроль). В течение опыта анализируют степень укоренения. Данные заносят в таблицу.

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) черенки ивы, тополя; 2) стимуляторы роста; 3) камера для ускорения, стерилизования; 4) смесь песка и торфа.

Работа 27. Определение всхожести семян по Нелюбову

Этот метод основан на способности мертвой протоплазмы интенсивно окрашиваться индигокармином в синий цвет, в то время как протоплазма живых клеток совершенно не красится. 0,2%-ный индигокармин готовится на дистиллированной воде. Ввиду того, что краска плохо проникает через семенную кожуру, окрашивается выделенный зародыш.

ХОД РАБОТЫ

Опыт проводится с набухшими семенами пшеницы, сосны и акации. Зародыш пшеницы, расположенный на конце семени, легко отделить пинцетом и препаровальной иглой.

Зародыш сосны находится в середине семени. Осторожно нажимая ланцетом на шов, с острого конца семени иглой раздвигают оболочку и извлекают зародыш.

У семян акации ланцетом делается надрез, расположенный противоположно корешку. Надрез сделать так, чтобы захватить не только семенную кожуру, но и находящуюся под ней прозрачную оболочку. Затем тупым концом ланцета разрезанная кожура раздвигается и осторожно снимается, избегая повреждения кончика корня зародыша.

По 100 зародышей каждого вида семян погружается в раствор краски. Через 2 часа краска сливается, семена несколько раз промываются водой и учитываются результаты окрашивания. У мертвых невсхожих семян весь зародыш окрашивается в синий цвет. Кроме того, встречаются зародыши с локальной окраской корешка или семядолей. Такие семена прорастают, но дают ослабленные проростки. Их относят к жизнеспособным семенам. Количество семян трех различных категорий позволяет установить процент жизнеспособных семян в образце.

Количество зародышей

Неокрашенных

Окрашенных локально

Интенсивно окрашенных

% жизнеспособных

МАТЕРИАЛЫ И ОБОРУДОВАНИЕ

1) 0,2% раствор индигокармина; 2) семена различных растений; 3) ланцет; 4) препаровальная игла.

ПРИЛОЖЕНИЕ