- •Розділ I
- •Порівняння проникності клітинних мембран для різних речовин. Стійкий і тимчасовий плазмоліз
- •1.1.2 Вплив іонів калію і кальцію на форму плазмолізу
- •1.1.3Спостереження ковпачкового плазмолізу в розчинах нітрату калію і роданіду калію
- •Проникність живої і мертвої цитоплазми
- •1.2 Виявлення життєздатності клітин
- •1.2.1 Визначення життєздатності насіння методом фарбування (за д. Н. Нелюбовим)
- •1.2.2 Прижиттєве фарбування клітин нейтральним червоним
- •Використання солей тетразолію для виявлення живих і мертвих клітин
- •1.3 Рух цитоплазми
- •1.3.1 Спостереження за рухом цитоплазми у різних об'єктів
- •1.3.2 Визначення швидкості руху цитоплазми
- •Контрольні питання.
- •Розділ II хімічний склад рослин Мета заняття.
- •Питання до обговорення.
- •2.1.1 Властивості рослинних білків
- •2.1.1.1 Виділення рослинних білків
- •1. Отримання проламінів і глютелінів з насіння пшениці
- •2. Отримання альбумінів з бульб картоплі
- •3. Отримання глобулінів з насіння гороху
- •2.1.1.2 Визначення амінокислотного складу рослинних білків за допомогою якісних реакцій
- •1.Биуретова реакція
- •2. Реакція на ароматичні амінокислоти (реакція нітрування)
- •3. Реакція на цистеїн (реакція Фоля)
- •Визначення ізоелектричної точки рослинних тканин
- •Вуглеводи
- •2.2.1 Отримання розчинів моно-, ді-, полісахаридів і вивчення їх
- •2.2.1.2 Визначення сахарів за допомогою якісних реакцій
- •1.1 Виявлення глюкози і мальтози
- •1.2 Виявлення сахарози
- •1.3 Виявлення крохмалю
- •2. Реакція з α-нафтолом
- •2.2.2 Кислотний гідроліз крохмалю
- •2.2.3 Ферментативний гідроліз крохмалю
- •2.3 Жири
- •2.3.1 Головні властивості жирів рослин
- •Визначення ліполітичної активності насіння
- •2. Визначення ліполітичної активності
- •Контрольні питання
- •Розділ III
- •3.1.1. Явище осмосу. Переміщення води за градієнтом водного потенціалу в штучній «клітинці» Траубе
- •3.1.2 Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом (за де-Фрізом)
- •3.1.3 Визначення сисної сили клітин за зміною концентрації розчинів
- •Рефрактометричний метод (за н. А. Максимовим і н. З. Петіновим)
- •Метод цівок (за в. С. Шардаковим)
- •3.1.3.3. Визначення водного потенціалу рослинних тканин методом Уршпрунга (за зміною довжини брусків тканини)
- •3.2. Водообмін рослин
- •3.2.1. Визначення різних форм води в рослині
- •3.2.2. Вплив зовнішніх умов на процес гутації
- •3.2.3. Визначення інтенсивності транспірації за зменшенням маси зрізаного листя
- •3.2.4. Порівняння транспірації верхньої і нижньої сторін листа хлоркобальтовим методом
- •3.2.5. Вплив зовнішніх умов на стан продихів (за Молішем)
- •3.2.6. Визначення стану продихів методом відбитків
- •Підняття води в рослині по судинах
- •Контрольні питання
- •Розділ IV
- •Хімічні властивості пігментів
- •Омилення хлорофілу лугом
- •Отримання феофітину і відновлення металоорганічного зв'язку
- •Розділення суміші фотосинтетичних пігментів
- •Метод Крауса
- •Метод Цвета
- •Метод хроматографії на папері
- •Оптичні властивості пігментів зеленого листа
- •Спектри поглинання пігментів
- •Флуоресценція хлорофілу
- •4.1.5 Кількісне визначення пігментів
- •4.1.5.1 Визначення вмісту хлорофілу
- •1.Отримання витяжки хлорофілу
- •2.Визначення концентрації хлорофілу на феКі
- •3.Визначення концентрації хлорофілу на сФі
- •4.1.5.2 Визначення вмісту каротинів
- •4.2 Фізіологія фотосинтезу
- •4.2.1 Фотосенсибілізуюча активність хлорофілу
- •4.2.2. Визначення інтенсивності фотосинтезу і дихання за зміною вмісту вуглецю
- •Контрольні питання.
- •Список рекомендованої літератури Основна література
- •Додаткова література
3.2.6. Визначення стану продихів методом відбитків
Матеріали і обладнання: 1) кімнатні рослини (деякі рослини або окреме листя за 2-3 години до заняття помістити у темряву); 2) лак для нігтів, розведений ацетоном до сиропоподібного стану; 3) тонка скляна паличка; 4) пінцет; 5) мікроскоп; 6) окуляр - мікрометр; 7) об'єктив - мікрометр; 8) предметні скельця.
На поверхню листа наносять тонкий шар лаку. Після випаровування розчинника утворюється плівка, на якій відбивається епідерміс з продихами. Розглядаючи отримані відбитки в мікроскоп, можна визначити кількість і розмір продихів, а також виміряти ширину щілин продихів. Даний метод можна використовувати не тільки для лабораторних, але і для польових досліджень (в останньому випадку відбитки бережуть до визначення в пробірках з водою). Для дослідження листя, продихи яких розташовані в поглибленнях епідермісу (наприклад, у олеандра), цей метод незастосовний, оскільки у такого листя відбитки не виходять.
Продихи можна спостерігати також безпосередньо на епідермісі. Для цього знімають верхній або нижній епідерміс (в залежності від того, де більше продихів – це визначають хлоркобальтовим методом), розташовують його на предметне скельце у краплю дистильованої води та розглядають під мікроскопом на малому та великому збільшенні, визначають площину продихових щілин за допомогою окуляр-мікрометра.
Хід роботи
Нанести на нижню поверхню листа скляною паличкою краплю розчину лака і швидко розмазати тонким шаром. Після повного висихання зняти плівку пінцетом, розмістити на предметне скло і розглянути при великому збільшенні без покривного скла. Вставити в мікроскоп окуляр - мікрометр і виміряти ширину і довжину щілини продихів не менше ніж у десяти продихів, обчислити середні величини.
Визначити ціну ділення окуляр – мікрометра за допомогою об'єктив – мікрометра. Помноживши довжину і ширину отворів продихів, виражених в поділках окуляр - мікрометра, на ціну одного ділення, знайти абсолютні розміри щілин продихів. Обчислити площу продихової щілини, з деяким наближенням приймаючи її форму за ромб, за формулою, де а — ширина, b — довжина щілини.
Досліджувати листя різних ярусів однієї і тієї ж рослини, а також добре освітлене і затемнене листя. Результати записати в таблицю 3.10.:
Таблиця 3.10.
№ п/п |
Вид рослини |
Умови |
Ціна поділок окуляр-мікрометра, мкм |
Розмір щілин продихів |
Площа щілин продихів, мкм2 | ||||
Світло |
Темрява |
У поділках окуляр-мікрометра |
У мкм | ||||||
|
|
|
| ||||||
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
Завдання: зробити висновки про вплив умов освітлення на розміри отворів продихів; порівняти розміри отворів продихів у різних рослин.
Підняття води в рослині по судинах
Рух води здійснюється по судинах і трахеїдах. Вода в судинах знаходиться у вигляді суцільних водяних ниток, які спираються на живі клітини кореня і сполучені з живими клітинами листка. Сила налипання води до стінок судин і сила зчеплення окремих молекул води між собою дорівнює декільком сотням атмосфер. Для пересування води вгору потрібно, щоб клітини, які випаровують воду, мали достатню всисну силу. В клітинах листкової паренхіми вона сягає 20-40 атм. і більше. Вода випаровується листком і тягне за собою водяну нитку. Рух води по судинах пояснюється присмоктуючою силою транспірації, кореневим тиском і наявністю безперервних водяних ниток.
Присмоктуюча сила транспірації і сили зчеплення води в рослині зумовлюють рух води в рослині і без кореневої системи. Це можна бачити на досліді з гілками або листками рослин, які ставлять в забарвлений розчин.
Матеріали і обладнання: 1) листок герані, суцвіття спатіфіллюма та білі квіти інших рослин; 2) мікроскоп; 3) 1% розчин еозину; 4) препарувальне обладнання; 5) предметні і покривні скельця; 6) колба.
Хід роботи
Зрізають листок герані (під водою) і ставлять черешок в розчин еозину. Виставляють на яскраве світло. Через півгодини жилки листка забарвлюються в рожевий колір. Роблять зрізи листка під мікроскопом. Звертають увагу, по яких частинах провідного пучка пересувається забарвлений розчин.
Завдання: зробити висновок, по яких елементах провідного пучка пересувається вода; замалювати основний пучок і відзначити забарвлені елементи.