Литература БФХ / molekuljarnaja biologija kletki v2

241

Рнс. 10-68. Эволюция прерывистых генов с древнейших времен. А. Структура гена триозофосфатизомеразы у растений и животных. Одинаковые положения нитронов у кукурузы (зерна) и позвоночных отмечены черными стрелками, а отличающиеся положения выделены красными стрелками. Так как считается, что растения и животные возникли от общего предка около миллиарда лет назад, общие интроны должны иметь очень древнее происхождение. Б, Гипотетическая схема возникновения определенного гена. Последовательности экзонов выделены цветом, а

последовательности интрона обозначены черным. Приведенный здесь ген кодирует белок, необходимый для всех клеток. Подобно триозофосфатизомеразе, этот белок, по-видимому, сформировал свою окончательную трехмерную структуру перед тем, как от общего предка отделились бактерии, архебактерии и эукариоты. Этот общий предок обозначен на рисунке как «ген-прародитель». Пунктиром указано примерное время прохождения эндосимбиотических процессов, которые привели к возникновению митохондрий и хлоропластов. (А-по W. Gilbert, M. Marchionni and G.Mc. Knight, Cell 46: 151-154, 1987.)

точных организмов, у которых скорости деления клеток определяются другими причинами, такое сильное давление отбора, ведущее к удалению избыточной ДНК из генома, отсутствует. Скорее всего именно эти обстоятельства объясняют, почему бактерии должны были потерять свои интроны, тогда как эукариоты их сохранили. Подобное объяснение соответствует также другим данным, полученным при изучении триозофосфатизомеразы: в то время как многоклеточный гриб Aspergillus содержит пять нитронов в гене, кодирующем этот фермент, его одноклеточный родич, дрожжи Saccharomyces, не содержит их вообще.

Каков же механизм потери нитронов? Возможно, интроны терялись при постепенных случайных делециях коротких сегментов ДНК, но более вероятно, что эукариотические клетки (а возможно, также и предки бактерий) имеют механизм точной и селективной делеции всего интрона из своих геномов. Например, в клетках большинства позвоночных содержится лишь один ген инсулина с двумя нитронами, но у крыс no-соседству имеется еще один инсулиновый ген, в составе которого всего один интрон. Очевидно, второй ген возник относительно недавно в результате дупликации и затем потерял один из своих нитронов. Так как при потере интрона необходимо точное воссоединение кодирующих последовательностей ДНК, считается, что второй ген возник в результате редкого события - включения в геном ДНК-копии мРНК соответствующего гена, откуда интроны были точно удалены. Подобные копии, не содержащие нитронов, могут появляться благодаря активности обратных транскриптаз. Считают, что ферменты рекомбинации дают возможность таким копиям спариться с исходной последовательностью, которая затем «корректируется» по матрице, лишенной нитронов, в ходе событий, напоминающих конверсию гена.

Обратные транскриптазы синтезируются в клетках транспозируемыми элементами (см. табл. 10-3) и всеми ретровирусами. Образование ДНК-копий частей генома при обратной транскрипции, по-видимому, тоже внесло свой вклад в эволюцию геномов высших организмов.

242

10.5.6. Основная фракция ДНК высших эукариот состоит из повторяющихся некодирующих последовательностей нуклеотидов [58]

Геномы эукариот содержат не только интроны, но также и большое число копий ДНК, которая не кодирует белок и представляется ненужной. Присутствие таких повторяющихся последовательностей ДНК у высших эукариот впервые было обнаружено методом гибридизации, позволяющим оценить число копий гена (см. разд. 4.6.7). При использовании этого метода геном механически нарезается на короткие двухцепочечные фрагменты длиной около 1000 нуклеотидных пар; затем фрагменты подвергают денатурации и получают одноцепочечную ДНК. Скорость, с которой одноцепочечные ДНК гибридизуются в смеси, зависит от комплементарности фрагментов. Для большей части фрагментов реакция протекает очень медленно. Например, гаплоидный геном клетки млекопитающего представлен примерно 6 млн различных фрагментов ДНК длиной 1000 нуклеотидов, и любой фрагмент, последовательность которого содержится лишь в одной копии, должен случайно столкнуться с 6 млн некомплементарных цепей, чтобы наш гомолога.

Анализ гибридизации ДНК из клеток человека показал, что примерно 70% одноцепочечных фрагментов гибридизуется очень медленно, т. е. так, как и следует ожидать в случае большого набора уникальных (неповторяющихся) последовательностей (полная гибридизация присходит в течение нескольких дней). Однако остальные 30% цепей ДНК гибридизуется гораздо быстрее. Эти цепи содержат последовательности, которые многократно повторены в геноме, и, следовательно, могут относительно быстро найти своего партнера. Большая часть такой ДНК не кодирует белки, приблизительно одну ее треть составляют тандемно повторяющиеся сателлитные последовательности, остальные две трети приходятся на рассеянную по геному повторяющуюся ДНК. Эти диспергированные повторы, по-видимому, произошли из транспозируемых элементов, размножившихся в нашем геноме и достигших исключительно высокой степени копийности.

10.5.7. Функция сателлитной ДНК неизвестна [59]

Большая часть быстро гибридизующихся цепей ДНК обычно состоит из очень длинных тандемных повторов одной короткой последовательности нуклеотидов (рис. 10-69). Повторяющаяся единица в подобной последовательности может быть представлена даже одним или двумя нуклеотидами, однако большинство повторов длиннее; у млекопитающих они обычно составлены из вариантов одной короткой последовательности, организованной в повтор размером в несколько сот нуклеотидов. Такие тандемные повторы простой последовательности называются сателлитной ДНК, поскольку первая обнаруженная ДНК такого типа имела необычный нуклеотидный состав, что давало возможность отделить ее от тотальной клеточной ДНК в виде минорного компонента (или «сателлита»). Обычно последовательности сателлитной ДНК не транскрибируются и чаще всего локализованы в гетерохроматине центромерных областей хромосом (см. разд. 10.3.8). У некоторых млекопитающих на долю сателлитной ДНК приходится 10% и более от всей

Рис. 10-69. Одна из последовательностей сателлитной ДНК, образованная серией повторяющихся блоков из семи нуклеотидов. Данная последовательность обнаружена в геноме дрозофилы.

243

ДНК (сателлитные последовательности могут даже занимать целое плечо хромосомы).

Последовательности сателлитной ДНК способны быстро меняться; более того, в ходе эволюции произошел их сдвиг по хромосоме. Например, при сравнении двух гомологичных хромосом у любого человека некоторые последовательности сателлитной ДНК обнаруживаются у них в разных местах. Обычно у двух близкородственных видов последовательности сателлитной ДНК значительно отличаются, между тем последовательности ДНК в других областях генома характеризуются высокой консервативностью. До сих пор неизвестно, какие функции имеют последовательности сателлитной ДНК: все попытки доказать ее участие в спаривании хромосом или организации ядра заканчивались неудачей. Было выдвинуто предположение, что это «эгоистичная ДНК», которая «заботится» лишь о сохранении своих последовательностей в составе генома, но никак не способствует выживанию содержащих её клеток. Другие последовательности, которые обычно рассматривают как эгоистичную ДНК, - это транспозирующиеся элементы или транспозоны.

10-36

10.5.8. Эволюция геномов ускоряется транспозирующимися элементами по крайней мере трех типов [60]

Геномы обычно содержат много разнообразных транспозирующихся элементов, или транспозовов. Впервые эти элементы были обнаружены в геноме кукурузы; некоторые из них удалось охарактеризовать и даже определить их первичную структуру. Лучше всего изучены транспозоны у дрозофилы, где известно более 30 их типов. Длина этих транспозонов колеблется от 2000 до 10000 нуклеотидных пар; большинство из них присутствует в геноме в количестве 5-10 копий на диплоидную клетку. В настоящее время различают три больших класса транспозонов на основании особенностей организации их последовательностей (табл. 10-3). Некоторые элементы перемещаются в геноме в виде ДНК, но есть и такие, у которых этот процесс включает образование промежуточного продукта (в его роли выступает РНК). В любом случае транспозоны способны размножаться, вырезаться из каких-то сайтов и внедряться в другие; их поведение можно охарактеризовать как паразитическое.

Таблица 10-3. Три основных семейства транспозонов

Структура	Гены, входящие в	состав Способ перемещения в геноме		Примеры
	полного элемента
	Кодируют транспозазу	Перемещаются	в виде фрагмента Р-элемент (дрозофила) Ac-Ds
1		ДНК или при	вырезании, или	при (кукуруза) tn 3, IS1 (E.coli)
		репликации		3 (львиный зев) Tarn
Короткие инвертированные

2

Прямые длинные концевые повторы

(LTR)

3 Poly А на З'-конце каждого РНКтранскрипта;

5'-конец часто "обрезан"

Кодируют	обратную	Перемешаются	путем	образования		СорІа
транскриптазу,	напоминают промежуточной		формы		РНК,	ТУ
ретровирус		синтезируемой	с	промотора,		ТНЕ-1
		локализованного в LTR				bsl
Кодируют	обратную Перемещаются		путем	образования		Р-элемент	(дрозофила)	L1
транскриптазу		промежуточной	формы		РНК,	(человек)
		синтезируемой	с		соседнего	(кукуруза) сіn 4
		промотора

Длина этих элементов варьирует от 2000 до 12 000 нуклеотидных пар. В состав каждого семейства входит много различных элементов, в таблице приведены лишь немногие из них.

244

Рис. 10-70: Некоторые изменения в последовательностях ДНК хромосомы, возникающие вследствие перемещения транспозонов. При встраивании транспозона всегда образуется короткая дупликация хромосомной последовательности из 3-12 нуклеотидных пар. Ферменты сайтспецифической рекомбинации, кодируемые этим элементом, участвуют и в последующем исключении транспозона. При таком исключении

последовательность хромосомной ДНК часто не восстанавливается, как это показано на четырех примерах.

На долю транспоэонов приходится по крайней мере 10% геномнов ДНК высших эукариот. Большинство этих элементов перемещается лишь изредка, но поскольку их количество в клетке велико, транспозиция оказывает значительное влияние на разнообразие видов. Например, больше половины спонтанных мутаций, изученных у дрозофилы, вызвана встраиванием транспозона внутрь мутировавшего гена или вблизи него.

Мутации могут возникать либо когда элемент встраивается в ген, либо когда он начинает перемещаться в какое-либо другое место. Все известные транспозоны приводят к появлению коротких дупликаций в сайте-мишени, что связано с механизмом их встраивания (см. рис. 5-67, Б). При вырезании транспозона из хромосомы обычно он оставляет на месте своего пребывания одну из копий, составляющих дупликацию (рис. 1070). Таким образом, перемещение транспозона сопровождается вставками и делециями в нуклеотидной последовательности.

Транспозоны вносят свой вклад в вариабельность генома и иными средствами. Если два транспозона, которые узнаются одним и тем же сайт-специфическим ферментом рекомбинации (транспозазоп), встраиваются в соседние сайты хромосомы, ДНК между ними может стать субстратом для транспозиции, осуществляемой с помощью транспозазы. Так как это весьма эффективный путь перемещения экзонов, справедливо утверждение, что транспозоны могут способствовать образованию новых генов (рис. 10-71).

Рис. 10-71. Перемещение экзона, которое может происходить в результате встраивания транспозонов. Когда два транспозона, принадлежащие к одному и тому же типу (выделены цветом), оказываются по соседству друг с другом на хромосоме, то в транспозиции могут оказаться задействованными концы двух разных элементов (вместо двух концов одного и того же элемента); в результате хромосомная ДНК, заключенная между ними, переместится в новую область хромосомы. Так как по сравнению с экзонами интроны очень велики (см. рис. 9-7),

изображенное на схеме встраивание нового экзона в ранее существовавший интрон - не такое уж невероятное событие.

245

10-36

10.5.9. Транспозоны могут влиять на регуляцию генов [61]

Перестройки последовательностей ДНК, вызываемые транспозонами, часто изменяют экспрессию близлежащих генов, что может привести к различным нарушениям в развитии животных или растений, например их пигментации (рис. 10-72). Большая часть таких изменений в регуляции генов, как правило, оказывается вредной для организма, но некоторые - могут оказаться и полезными.

Свойства мутаций, вызываемых транспозонами, необычны и позволяют отличить их от мутаций, возникших вследствие ошибок в репликации или репарации ДНК. Одно важное отличие состоит в том, что при перемещении транспозона вблизи гена часто оказываются новые последовательности, которые действуют как участки узнавания для сайт-специфических ДНК-связывающих белков, включая транспозазу

Рис. 10-72. Транспозоны могут обусловливать значительные изменения в регуляции генов. Для каждого из трех организмов приведен пример наследуемых изменений в распределении пигмента, вызванных встраиванием транспозонов (ТЕ) в регуляторные области генов. Аналогичные процессы могут приводить к морфологическим изменениям в организме, воздействуя на рост и дифференцировку клеток. А. Встраивание в регуляторные элементы, расположенные перед промотором гена white у дрозофилы, приводит к тому, что красный пигмент проявляется лишь в дорсальной и вентральной области глаза. Б. Встраивание перед промотором гена, определяющего образование пигмента у

львиного зева, приводит к появлению цветов, у которых пегмент отсутствует везде, за исключением тех групп клеток, в которых этот элемент был удален при транспозиции. Последующее исключение транспозона из генома всего растения обусловливает появление на ограниченном участке цветка бледной окраски. В. Пример регулируемого изменения окраски зерна кукурузы, вызываемого транспозоном. В данном случае транспозон действует как регуляторный белок, отчасти восстанавливающий окраску во всех клетках зерна, которое в ином случае осталось бы неокрашенным. Кроме того, транспозаза катализирует случайное исключение элемента, в результате чего образуются отдельные интенсивно окрашенные пятна. (А

-по G.M. Rubm et aL, Cold Spring Harbor Symp. Quant Biol. 50: 329-335 1985; Б-no E S Coen, R. Carpenter and C. Martin, Cell 47: 285-296,1986; B-no Zs. Schwarz-Sommer et at, EMBO J. 6: 287-294, 1987.)

246

Рис. 10-73. Совместное действие отдельных энхансерных модулей приводит к характерному для каждой клетки порядку экспрессии генов. В связи с тем, что смесь регуляторных белков, связывающихся с каждым энхансером, варьирует от клетки к клетке, действие энхансера в различных клетках различно. Эта схема составлена по результатам, полученным на дрозофиле, где можно проанализировать много энхансеров, поотдельности выявляя их действие в трансгенных мухах. Для простоты стимулирующее (+) и ингибируюшее (—) действие каждого энхансера (α, β,

γ, δ, или ε) оценивают числами от + 3 до —3 и считают, что эти числа можно складывать и вычислять суммарную активность энхансеров, определяющих уровень экспрессии генов.

и белки, регулирующие транскрипцию ДНК, входящей в состав транс-позона. Таким образом, эти последовательности могут действовать как энхансеры и усиливать транскрипцию генов, расположенных от них на расстоянии тысяч нуклеотидных пар. Пример такого типа воздействия на экспрессию гена пигмента у кукурузы приведен на рис. 10-72. Аналогичный эффект может вносить свой вклад в возникновение раковых клеток: перенос регуляторных последовательностей в области, соседствующие с протоонкогеном, способен превратить его в онкоген.

Геномы высших эукариот, где длинные последовательности некодирующей ДНК перемежаются относительно короткими кодирующими участками, представляют собой «благодатную почву» для интеграции и исключения мобильных элементов. В связи с тем, что на транскрипцию генов влияют и удаленные от них на десятки тысяч нуклеотидных пар участки, можно ожидать, что многие возникшие при транспозиции изменения генома окажут влияние и на экспрессию генов. И напротив, по-видимому, лишь немногие перестройки приведут к разрушению коротких экзонов, содержащих кодирующие последовательности.

Может ли большой избыток некодирующей ДНК высших эукариот поддерживаться в ходе эволюции благодаря той регуляторной пластичности, которую она сообщает организму, содержащему много разнообразных транспозонов? То, что известно о регуляторных системах, контролирующих гены высших эукариот, находится в соответствии с этой возможностью. Энхансеры подобно экзонам, по-видимому, действуют как отдельные модули, и активность генов зависит от суммарного влияния на промотор набора энхансеров (рис. 10-73). Транспозоны, перемещая энхансеры по геному, могут способствовать оптимизации регуляции генов в целях выживания организма в ряду поколений.

10-36

10.5.10. Транспозиционные взрывы приводят к существенным изменениям в геномах и повышают биологическое разнообразие [62]

Другой уникальной особенностью, отличающей транспозоны от обычных мутагенов, является их способность долгое время находиться в состоянии покоя в хромосоме. Время от времени у части популяции бурно активируются движения транспозонов и, соответственно, их мутагенная

247

активность. При таких катастрофических изменениях в геномах, называемых транспозиционными взрывами, происходит почти одновременное перемещение транспозонов нескольких типов. Впервые транспозиционные взрывы были обнаружены в развивающихся растениях кукурузы. Подобное явление наблюдается и при скрещивании определенных линий мух-феномен, известный под названием «гибридный дисгенез». Если такие взрывы происходят в клетках зародышевой линии, то они вызывают множественные изменения в геноме потомства отдельной мухи или растения.

Меняя свойства организма, транспозиционные взрывы повышают вероятность того, что два новых признака, каждый из которых сам по себе не обладает селективными преимуществами, окажутся выгодными, проявляясь вместе у единственной особи в популяции. Есть данные о том, что у определенных растений транспозиционные взрывы могут активироваться сильными стрессами, вызванными внешними условиями. Это приводит к появлению разнообразных, случайным образом модифицированных потомков, часть из которых может оказаться лучше приспособленной к выживанию в новых условиях. Возможно, что, по крайней мере у этих растений, существует механизм активации транспозонов, которые работают как мутагены и вызывают появление большого числа вариантных организмов в тот момент, когда такое разнообразие необходимо как никогда. Таким образом, транспозоны нельзя представлять себе только как паразитов; в некоторых случаях они способны действовать как полезные симбионты, способствуя выживанию тех видов, в геноме которых они содержатся.

10-37

10.5.11. Около 10% генома человека занимают два семейства транспозонов, которые, по-видимому, размножились лишь недавно [63]

ДНК приматов необычна по крайней мере в одном отношении: она содержит громадное количество копий двух последовательностей, про которые можно сказать, что ими прямо-таки «кишат» наши хромосомы. Оба типа этих последовательностей перемещаются в геноме в ходе РНКопосредованного процесса, требующего обратную транскриптазу. Одна из этих последовательностей-L1-напоминает F-элемент у дрозофилы и сіn4злемент у кукурузы. Полагают, что она кодирует обратную транскриптазу (см. табл. 10-3). Транспозоны обычно возникают при участии систем контроля с обратной связью, которая жестко регулирует их число в каждой клетке (и таким образом спасает клетку от возможного бедствия); тем не менее, у человека L1-элементы составляют около 4% от всей массы генома.

Еще более необычная Alu-последовательность очень коротка (около 300 нуклеотидных пар) и перемещается, встраивая копию на месте сайта-мишени. Она образовалась в результате делеции гена 7SL-PHK хозяйской клетки. Этот ген кодирует РНК-компонент сигнал-узнающей частицы (SRP-signal-recognition particle), которая принимает участие в синтезе белка. Таким образом, неясно, следует ли рассматривать Aluпоследовательность как транспозон или правильнее считать ее подвижным псевдогеном. Число копий Alu-последовательности в гаплоидном геноме человека составляет примерно 500000 (около 5% ДНК), таким образом, в среднем эта последовательность встречается один раз на каждые 5000 нуклеотидных пар ДНК. ДНК Alu транскрибируется с промотора 7SL-PHK, который узнается РНК-полимеразой III и находится внутри транскрипта. Следовательно, эта последовательность несет информацию, необходимую для своей собственной транскрипции.

248

Рис. 10-74. Схема возможной эволюции повторяющихся Alu-подобных последовательностей, содержащихся в геномах мыши и человека. Полагают, что обе эти транспозирующиеся последовательности ДНК возникли из жизненно важного гена 7SL-РНК. Однако, принимая во внимание

специфическое распределение и гомологию последовательностей этих высокоповторяющичся элементов, следует признать, что увеличение их копийности происходило независимо друг от друга.

туда, куда она перемещается. Однако для перемещения Alu-последовательности необходима обратная транскршттаза.

Сравнение последовательности и расположения L1- и Alu-подобных элементов у различных млекопитающих позволяет сделать вывод, что эти элементы размножились и достигли высокой копийности относительно недавно (рис. 10-74). Трудно представить себе, что эти последовательности, рассеянные по всему геному, не оказывают заметного воздействия на близлежащие гены.

Заключение

Функциональные последовательности ДНК в геномах высших эукариот, по-видимому, собраны из небольших генетических модулей по крайней мере двух типов. Блоки кодирующих последовательностей образуют множество комбинаций для синтеза белков; регулирующие последовательности рассеяны среди длинных некодирующих участков и контролируют экспрессию генов. Как кодирующие последовательности (экзоны), так и регуляторные последовательности (энхансеры) по размеру обычно не превышают нескольких сот нуклеотидных пар. В геномах происходят разнообразные генетические рекомбинации, обусловливающие возникновение дупликацип и перенос последовательностей ДНК. В некоторых случаях дуплщируются целые гены, которые могут затем приобретать новые функции. В результате рекомбинации иногда возникают новые белки, при этом происходит перетасовка экзонов или изменение экспрессии генов за счет перекомбинации энхансеров. Перестановка последовательностей имеет огромное значение для эволюции организмов, у эутриот она в значительной мере упрощена благодаря прерывистой структуре генов эукариот. Важно также, что гены эукариот подвержены многочисленным активирующим и подавляющим влияниям, которые оказывают на них разные комбинации удаленных от них энхансеров.

В геномах присутствуют различные типы транспозонов. Все вместе они составляют более 10% генома (и у дрозофилы, и у позвоночных). Время от времени в клетках зародышевой линии происходят «транспозиционные взрывы», приводящие ко многим наследуемым изменениям в экспрессии генов у одной и той же особи. Полагают, что транспозоны играют особую роль в эволюции, влияя на разнообразие организмов.

Литература

Общая

Lewin В. Genes, 3rd ed. New York, Wiley, 1987.

ScHteif R, Genetics and Molecular Biology. Reading M.A., Addison-Wesley, 1986.

Stem G. S. Molecular Genetics: An Introductory Narrative. San Francisco. Freeman, 1971.

Watson J.D., Hopkins N.H., Roberts J. W., Steitz J.A., Weiner A.M. Molecular Biology of the Gene, 4th ed. Menlo Park CA, Benjamin-Cummings, 1987.

Цитированная

1.Gurdon J. B. The developemental capacity of nuclei taken from intestinal epithelium cells of feeding tadpoles. J. Embryol. Exp. Morphol., 10, 622-640, 1962.

Steward F. C., Mapes M. O., Mears K. Growth and organized developement of cultured cells. Am. J. Bot, 45, 705-713, 1958.

2.Garrels J, I. Changes in protein synthesis during myogenesis in a clonal cell line. Dev. Biol., 73, 134-152, 1979.

3.Darned J. K, Jr. Variety in the level of gene control in eucaryotic cells. Nature, 297, 365-371, 1982.

Derman E. et al. Transcriptional control in the production of liver-specific mRNAs. Cell, 23, 731-739, 1981.

4. Gierer A. Molecular models and combinatorial principles in cell differentiation and morphogenesis. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Bio)., 38, 951-961, 1974.

Scott M. P., O'Fanell P. H. Spatial programming of gene expression in early Drosophila embryogenesis. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 49-80, 1986.

249

5.Maniatis Т., Goodbourn S., Fischer J.A. Regulation of inducible and tissue-specific gene expression. Science, 236, 1237-1244, 1987. Yamamoto K. Steroid receptor regulated transcription of specific genes and gene networks. Annu. Rev. Genet; 19, 209-252, 1985.

6.Gehring W.J., Hiromi Y. Homeotic genes and homeobox. Annu. Rev. Genet; 20, 147-173, 1986.

7.BlauH.M. et al. Plasticity of the differentiated state. Science, 230, 758-766, 1985.

Davis R. L., Weintraub H., Lassar A. B. Expression of a single transfected cDNA converts fibrpblasts to myoblasts. Cell, 51, 987-1000, 1987. 8. Miller J. H., Reznikoff W.S., eds. The Operon. Cold Spring Harbor, NY. Cold Spring Harbor Laboratory, 1978.

Neidhardt F. C. et al., eds. Escherichia coli and Salmonella typhimurium: Cellular and Molecular Biology, Vol. 2, pp. 1439-1526. Washington DC. American Society for Microbiology, 1987. (Paradigms of operon regulation in bacteria.)

Ptashne M. A. Genetic Switch. Palo Alto, CA. Blackwell, 1986.

9.Gilbert W., Muller-Hill B. The lac operator in DNA. Proc. Natl. Acad, Sci. USA, 58, 2415-2421, 1967. Gottesman S. Bacterial regulation: global regulatory networks. Annu. Rev. Genet., 18, 415-441, 1984.

Jacob F., Monod J. Genetic regulatory mechanisms in the synthesis of proteins. J. Моl. Biol; 3, 318-356, 1961.

Reznikoff W. S., Siegele D. A., Cowing D. W., Gross C. A. The regulation of transcription initiation in bacteria. Annu. Rev. Genet., 19, 355-388, 1985.

10.de Combrugghe В., Busby S., Вис Н. Cyclic AMP receptor protein: role in transcription activation. Science, 224, 831-838, 1984.

Hochschild A., Irwin M., Ptashne M. Represser structure and the mechanism of positive control. Cell, 32, 319-325, 1983. Raibaud O., Schwartz M. Positive control of transcription initiation in bacteria. Annu. Rev. Genet., 18, 173-206, 1984.

11.Keener J., Wong P., Popham D., Wallis J., Kustu S. A sigma factor and auxiliary protiens required for nitrogen-regulated transcription in enteric bacteria. In: RNA Polymerase and the Regulation of Transcription. (W. S. Reznikoff et al, eds.), pp. 159-175. New York, Elsevier, 1987.

Ninfa A.J., Reitzer L.J., Magasanik B. Initiation of transcription at the bacterial у/иАр2 promoter by purified E. coli components is facilitated by enhancers. Cell, 50, 1039-1046, 1987.

12.Dunn T. M., Hahn S., Ogden S., Schlief R. F. An operator at -280 base pairs that is required for the repression of araBAD operon promoter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81, 5017-5020, 1984.

Griffith J., Hochschild A., Ptashne M. DNA loops induced by cooperative binding of lambda represser. Nature, 322, 750-752, 1986. Mossing M. C., Record M. T. Upstream operators enhance repression of the lac promoter. Science, 233, 889-892, 1986.

13.Helmann J.D., Chamberlin M.J. Structure and function of bacterial sigma factors. Annu. Rev. Biochem; 57, 839-872, 1988.

14.Davidson B.L., Egly J.M., Mulvihill E. R., Chambon P. Formation of stable preinitiation complexes between eucaryotic class В transcription factors and promoter sequences. Nature, 301, 680-686, 1983.

Sawadogo M., Roeder R. G. Interaction of a gene-specific transcription factor with the adenovirus major late promoter upstream of the ТАТА box region. Cell, 43, 165-175, 1985.

Workman J. L., Roeder R. G. Binding of transcription factor TFIID to the major late promoter during in vitro nucleosome assembly potentiates subsequent initiation by RNA plymerase II. Cell, 51, 613-622, 1987. 15 Atchison M L. Enhancers: mechanisms of action and cell specificity. Annu. Rev. Cell Biol: 4, 127-153, 1988.

Maniatis Т., Goodbourn S., Fischer J. Regulation of inducible and tissue-specific gene expression. Science, 236, 1237-1245, 1987. McKnight S.L., Kingsbury R. Transcriptional control signals of a eucaryotic protein-coding gene. Science, 217, 316-324, 1982. Serfling E., Jasin M., Schaffner W. Enhancers and eukaryotic gene transcription. Trends Genet., 1, 224-230, 1985.

16.Emerson B. M., Nickol J. M., Jackson P. D., Felsenfeld G. Analysis of the tissue-specific enhancer at the 3' end of the chicken adult β-globin gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 4786-4790, 1987.

Evans Т., Reitman M., Felsenfeld G. An erythrocyte-specific DNA-binding factor recognizes a regulatory sequence common to all chicken globin genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 5976-5980, 1988.

Jones N. C., Rigby P. W. J., Ziff E. B. Trews-acting protein factors and the regulation

250

of eukaryotic transcription: lessons from studies on DNA tumor viruses. Cenes Dev., 2, 267-281, 1988.

Nomiyama H., Fromental C., Xiao J. H., Chambon P. Cell-specific activity of the constituent elements of Simian virus 40 enhancer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,84 7881-7885, 1987.

17.Brent R., Ptashne M. A eukaryotic transcriptional activator bearing the DNA specificity of a prokaryotic represser. Cell, 43, 729-736, 1985. Evans R. M. The steroid and thyroid hormone receptor superfamily. Science, 240 889-895, 1988.

Kumar V. et al. Functional domains of the human estrogen receptor. Cell, 51 941-951, 1987.

Godowski P.J., Picard D., Yamamoto K. Signal transduction and transcriptionil regulation by glucocorticoid receptor - lexA fusion proteins. Science, 241, 812-816, 1988.

18.Sen R., Baltimore D. Inducibility of kappa immunoglobulin enhancer bindingprotein NF-kappa В by a posttranslational mechanism. Cell, 47, 921-928, 1986

Yamamoto K. K., Gonzalez G.A., Biggs W.H., MontminyM.R. Phosphorylationinduced binding and transcriptional efficacy of nuclear factor CREB. Nature, 334. 494-498, 1988.

Zimarino V., Wu C. Induction of sequence-specific binding of Drosophila heat shock activator protein without pritein synthesis. Nature, 327, 727-730, 1987.

19.Metzger D., White J. H., Chambon P. The human estrogen receptor functions in yeast. Nature, 334, 31-36, 1988.

Ptashne M. Gene regulation by proteins acting nearby and at a distance. Nature, 322, 697-701, 1986. Struhl K. Promoters, activator proteins, and the mechanism of transcriptional initiation in yeast. Cell, 49, 295-297, 1987.

20.Borst P., Greaves D. R. Programmed gene rearrangements altering gene expression. Science, 235, 658-667, 1987. Mever T. F. Molecular basis of surface antigen variation in Neisseria. Trends Genet, 3, 319-324, 1987.

Simon M., Zieg J., Silverman M., Mandel G., Doolittle R. Phase variation: evolution of a controlling element. Science, 209, 1370-1374, 1980.

21.Cross F., Hartwell L.H., Jackson C., Konopka J.B. Conjugation in Saccharomyas cerevisiae. Annu. Rev. Cell Biol; 4, 429-457, 1988.

Herskowitz I. Master regulatory loci in yeast and lambda. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 50, 565-574, 1985.

Kushner P. J., Blair L. C., Herskowitz I. Control of yeast cell types by mobile genes: a test. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 76, 5264-5268, 1979.

22.Kostriken R., Strathern J. N.. Klar A., Hicks J. В., Hefforn F. A site-specific endonuclease essential for mating-type switching in

Saccharomyces cerevisiae. Cell, 35, 167-174, 1983.

23.Nasmyth K., Shore D. Transcriptional regulation in the yeast life cycle. Science, 237, 1162-1170, 1987.

24.Brand A. H., Breeden L., Abraham J., Sternglanz R., Nasmyth K. Characterization of the "silencer" in yeast: a DNA sequence with properties opposite to those of a transcriptional enhancer. Cell, 41, 41-48, 1985.

25.Friedman D. I. et al. Interactions of bacteriophage and host macromolecules in the growth of bacteriophage lambda. Microbiol. Rev., 48, 299325, 1984.

Ptashne M. et al. How the lambda represser and его work. Cell, 19, 1-11, 1980.

26.Brown D. D. The role of stable complexes that repress and activate eukaryotic genes. Cell, 37, 359-365, 1984.

Weintraub H. Assembly and propagation of repressed and derepressed chromosomal states. Cell, 42, 705-711, 1985. 27. Brown S.W. Heterochromatin. Science, 151, 417-425, 1966.

Hsu T. C., Cooper J. E. K., Mace M. L., Brinkley B. R. Arrangement of centromeres in mouse cells. Chromosoma, 34, 73-87, 1971. 28. Gartler S. M., Riggs A. D. Mammalian X-chromosome inactivation. Annu. Rev. Genet, 17, 155-190, 1983.

Lock L. F., Takagi N., Martin G. R. Methylation of the Hprt gene on the inactive X occurs after chromosome inactivation. Cell, 48, 39-46, 1987.

Lyon M. F. X-chromosome inactivation and developmental patterns in mammals. Biol. Rev., 47, 1-35, 1972. 29. Baker W.K. Position-effect variegation. Adv. Genet, 14, 133-169, 1968.

Spofford J. B. Position-effect variegation in Drosophila. In: The Genetics and Biology of Drosophila (M. Ashburner, E. Novitski, eds.), Vol. 1C, pp. 955-1018. New York, Academic Press, 1976.

30.Goldberg D. A., Posakony J. W., Maniatis T. Correct developmental expression of a cloned alcohol dehydrogenase gene transduced into the

Drosophila germ line. Cell, 34, 59-73, 1983. Grosveld F., van Assendelft G. В., Greaves D. R., Kollias G. Position independent,