Литература БФХ / molekuljarnaja biologija kletki v2

41

в процессе метаболизма. Наиболее широко изучены реакции детоксикации, катализируемые ферментами семейства цитохрома Р450. Эти белки используют высокоэнергетические электроны, полученные от NADPH, для присоединения гидроксильных групп к любому из множества потенциально вредных водонерастворимых углеводородов, попадающих в бислой. Другие ферменты на мембране ЭР добавляют затем к этим гидроксильным группам отрицательно заряженные растворимые в воде молекулы (такие, как сульфат или глюкуроновая кислота). После нескольких подобных реакций тот нерастворимый в воде лекарственный препарат (или метаболит), который в противном случае мог бы накапливаться в клеточных мембранах, становится достаточно растворимым, чтобы покинуть клетку и выделиться с мочой. Поскольку один только шероховатый ЭР не может вместить все эти и другие необходимые ферменты, значительная часть мембран гепатоцита в норме представлена гладким ЭР (см. табл. 8-2).

Если в кровоток попадают большие количества некоторых соединений, таких, как фенобарбитал, то в печени в необычно больших количествах синтезируются ферменты детоксикации, и поверхность гладкого ЭР может за несколько дней удвоиться. После удаления лекарственного вещества избыток мембран гладкого ЭР разрушается с помощью лизо-сом (при участии особых образований, называемых аутофагосомами - см. разд. 8.8.3), и через 5 дней гладкий ЭР приобретает нормальный объем. Как регулируются все эти изменения, неизвестно.

Мышечные клетки имеют специализированную, подобную гладкому ЭР, органеллу, называемую саркоплазматическим ретикулумом, которая захватывает из цитозоля Са2+. Основной мембранный белок саркоплазматического ретикулума-Са2+ -АТРаза, накачивающая внутрь ионы Са2 +. Быстрое сокращение и расслабление миофибрилл в каждом цикле мышечного сокращения опосредуется высвобождением Са2+ из саркоплазматического ретикулума и затем повторным захватом его из цитозоля. Захватывающие Са2+ органеллы меньшего объема имеются в большинстве эукариотических клеток, где они высвобождают Са2+ в цитозоль в ответ на внеклеточные сигналы. Раньше считалось, что они являются частью ЭР, но теперь кажется более вероятным, что это самостоятельный мембранный компартмент неизвестного происхождения.

Перейдем теперь к обсуждению двух основных функций ЭР: синтеза и модификации белков и синтеза липидов.

8.6.3. Гранулярные и гладкие области ЭР могут быть разделены центрифугированием [34]

Чтобы изучать функции и биохимию эндоплазматического ретикулума, необходимо сначала отделить его мембраны от других компонентов клетки. На первый взгляд эта задача кажется невыполнимой, поскольку ЭР как бы прослаивает все другие компоненты цитоплазмы (см. рис. 8-35). К счастью, когда ткани или клетки разрушают гомогенизацией, ЭР распадается на множество мелких («100 нм в диаметре) замкнутых пузырьков, называемых микросомами, которые относительно легко очистить.

Микросомы, полученные из гранулярного (шероховатого) ЭР, усеяны рибосомами и называются шероховатыми микросомами. Рибосомы всегда расположены на их внешней поверхности; это свидетельствует о том, что пространство внутри микросом с биохимической точки зрения эквивалентно полости ЭР (рис. 8-39). В таких гомогенатах обнаруживается также множество пузырьков, сходных по размерам с шероховатыми микросомами, но лишенных рибосом. Такие гладкие

42

Рис. 8-39. Когда клетки разрушают гомогенизацией, цистерны шероховатого ЭР (А) распадаются на маленькие замкнутые пузырьки, называемые шероховатыми микросомами (Б). Сходным образом, гладкий ЭР распадается на маленькие пузырьки, лишенные рибосом и

называемые гладкими микросомами. (А-электронная микрофотография любезно предоставлена Daniel S. Friend; электронная микрофотография любезно предоставлена George Palade.)

микросомы образуются частично из гладких участков ЭР, частично - из фрагментов плазматической мембраны, аппарата Гольджи, эндосом и митохондрий (соотношение их зависит от ткани, из которой получают фракцию микросом). Таким образом, если шероховатые микросомы можно отождествить с шероховатым ЭР, то происхождение гладких микросом нельзя установить с такой же легкостью. Исключением является печень. Так как в гепатоцитах содержится чрезвычайно много гладкого ЭР, источником большинства гладких микросом в гомогенатах печени служит гладкий ЭР.

Рибосомы, содержащие большое количество РНК, придают шероховатым микросомам большую плотность по сравнению с гладкими. Поэтому гладкие и шероховатые микросомы можно отделить друг от друга путем седиментации их смеси в градиенте плотности сахарозы (рис. 8- 40). Если сравнить шероховатые и гладкие микросомы печени по таким параметрам как ферментативная активность или полипептидный состав, они окажутся чрезвычайно схожими (но не идентичными). Отсюда следует, что большинство компонентов мембраны ЭР может свободно перемещаться между ее гладкими и шероховатыми областями, чего и следовало ожидать, принимая во внимание текучесть и непрерывность мембранной системы.

Поскольку шероховатые микросомы легко поддаются очистке и сохраняют при этом свою функциональную активность, они исключительно полезны для изучения множества процессов, происходящих в ЭР.

Рис. 8-40. Процедура, используемая для выделения шероховатых и гладких микросом из ЭР.

43

Эти органеллы топологически устроены таким же образом, как и шероховатый ЭР; их поверхность, обращенная в сторону цитоплазмы, легко доступна для ингредиентов, которые можно добавить in vitro. Для биохимика шероховатые микросомы есть не что иное, как уменьшенный вариант шероховатого эндоплазматического ретикулума, способный к синтезу белка, гликозилированию и синтезу липидов.

8.6.4. Гранулярные (шероховатые) участки ЭР содержат белки, ответственные за связывание рибосом [35]

Поскольку мембрана ЭР, как и все мембраны, представляет собой двумерную жидкость, большинство белков и липидов должно свободно распределяться в ней (при отсутствии специальных ограничений) между шероховатыми и гладкими участками. Тем не менее оказалось, что шероховатые микросомы, выделенные из печени, содержат более 20 белков, отсутствующих в гладких микросомах. Этот факт говорит о существовании определенных ограничивающих механизмов. Некоторые из таких «неравновесных» белков мембраны шероховатого ЭР

помогают связывать рибосомы, другие, вероятно, определяют ее уплощенную форму (см. рис. 8-37). Неясно, каким образом эти белки удерживаются в мембране: образуют ли они большие двумерные агрегаты или взаимодействуют с сетью структурных белков на той или другой поверхности мембраны ЭР (см. разд. 6.2.10).

Рибосомы шероховатого ЭР удерживаются на мембране частично благодаря растущим полипептидным цепям, продвигающимся сквозь мембрану по мере своего синтеза (см. ниже). Однако, если образование полипептидных цепей прерывается под действием какого-либо ингибитора (например, пуромицина), то рибосомы все равно остаются связанными с мембраной шероховатых микросом. Это сродство значительно повышается в растворах с низкими концентрациями солей. Если в таких условиях смешать очищенные рибосомы с мембранами шероховатых микросом, предварительно лишенными рибосом, то такие «ободранные» мембраны вновь приобретают то же количество рибосом, которое было на них после выделения из клеток. Участок связывания с мембраной находится на большой субъединице рибосомы, но до сих пор еще неясно, с каким из многочисленных белков мембраны шероховатого ЭР связывается рибосома. Установлено, однако, что для связывания рибосом с мембраной ЭР в физиологических условиях требуется дополнительное, более специфическое прикрепление, для которого необходим вновь созданный белок, несущий сигнальный пептид.

8.6.5. Впервые сигнальные пептиды были обнаружены в белках, попадающих в ЭР [36]

Сигнальные пептиды (и способ переноса белков с их помощью) были открыты в начале 70-х гг. при изучении секреторных белков, которые перед переносом в аппарат Гольджи и выведением из клетки, попадают в ЭР. Суть эксперимента заключалась в следующем: мРНК, кодирующую секреторный белок, транслировали в системе in vitro. Когда из этой бесклеточной системы исключали микросомы, синтезированный белок оказывался немного больше, чем нормальный секреторный продукт. Избыток длины можно было объяснить наличием N-концевого лидерного пептида. Однако в присутствии микросом, полученных из шероховатого эндоплазматического ретикулума, белок имел нормальный размер. Эти результаты были объяснены с помощью сигнальной гипотезы. Она постулирует, что лидерный участок служит сигнальным пептидом, который направляет секреторный белок к мембране ЭР и затем отре-

44

Рис. 8-41. Упрощенная схема переноса белков в ЭР, согласующаяся с исходной «сигнальной гипотезой». Как только на рибосоме синтезируется сигнальный пептид, он направляет рибосому к белку-рецептору на мембране ЭР. Считается, что по мере синтеза полипептидная цепь переносится через мембрану сквозь белковую пору, связанную с этим рецептором. В процессе трансляции сигнальный пептид отрезается, и сразу

после синтеза в просвет ЭР высвобождается зрелый белок.

зается специальной протеазой на мембране ЭР еще до того, как полипептидная цепь будет синтезирована полностью (рис. 8-41).

В соответствии с сигнальной гипотезой секреторный белок в процессе его синтеза in vitro должен проникать в полость микросом. Чтобы убедиться в этом, применили протеазную обработку. Оказалось, что вновь синтезированный белок, образованный в отсутствие микросом, при добавлении протеазы деградирует. Тот же белок, синтезированный в присутствии микросом, остается интактным благодаря защите микросомной мембраны. Когда в бесклеточной системе транслировали белки, лишенные сигнального пептида, эти белки не попадали в микросомы и поэтому оставались чувствительными к протеазной обработке.

Сигнальная гипотеза была проверена и в генетических, и в биохимических экспериментах. Доказана ее справедливость и для растительных, и для животных клеток. Эта гипотеза подтверждается и для случая переноса белков через плазматическую мембрану прокариот. Более того, N-концевые лидерные пептиды были обнаружены не только у секреторных белков, но и у предшественников белков плазматической мембраны и лизосом, которые также переносятся с помощью ЭР. Как отмечалось ранее, сигнальная роль этих лидерных пептидов была напрямую продемонстрирована с использованием техники рекомбинантных ДНК при присоединении сигнальных последовательностей к белкам, в норме их лишенных; полученные гибридные белки направлялись в ЭР.

Бесклеточная система для переноса белков in vitro обеспечила мощную экспериментальную базу для изучения молекулярного механизма импорта белков в ЭР.

8-25

8.6.6. Частица, распознающая сигнал, направляет сигнальный пептид ЭР к специфическому рецептору в мембране

ЭР [37]

В направлении сигнального пептида к мембране ЭР участвуют 1) частица, распознающая сигнал (a signal-recognition particle, SRP), связывающая сигнальный пептид, и ее рецептор, известный также как стыкующий белок. Частицы, распознающие сигнал, были открыты в ходе экспериментов, которые показали, что отмывка микросом в растворах солей уничтожает их способность импортировать секреторные белки. Эту способность можно восстановить, добавляя супернатант, содержащий солевой экстракт. Впоследствии «фактор переноса» был выделен. Он

45

Рис. 8-42. Сильно упрощенная схема частицы, распознающей сигнал (SRP). Она представляет собой вытянутый комплекс, состоящий из шести полипептидных цепей (закрашенные участки) и одной молекулы 7SL-PHK. Один конец этой частицы связывается с рибосомой, а другой-с сигнальным пептидом вновь синтезированной полипеп-тидной цепи. Было сделано предположение, что часть 7SL-PHK может сворачиваться в

тРНК-подобную структуру, которая конкурирует в А-участке рибосомы с поступающими аминоацил-тРНК, вызывая, таким образом, паузу в трансляции. (По V. Stegel и P. Walter, Nature 320: W-84, 1986.)

оказался сложной частицей, состоящей из шести различных полипептидных цепей, связанных с одной молекулой 7SL-PHK (рис. 8-42).

Частица, распознающая сигнал, связывается с сигнальным пептидом, как только он «сходит» с рибосомы. Это приводит к временной остановке синтеза белка, а иногда полностью прерывает его. Возникшая пауза в трансляции, вероятно, дает возможность рибосоме связаться с мембраной ЭР до того, как синтез полипептидной цепи будет завершен. Благодаря этому ненужного высвобождения белка в цитозоль не происходит.

SRP состоит из двух групп белков, соединенных единым РНК-каркасом (см. рис. 8-42). В соответствии с одной из моделей, эта частица плотно захватывает рибосому, присоединяясь и к сигнальному пептиду (как только он появляется на большой субъединице рибосомы), и к рибосомному участку связывания аминоацил-тРНК. В результате трансляция останавливается, поскольку блокируется связывание следующей аминоацил-тРНК с рибосомой (рис. 8-43).

Пауза в трансляции длится до тех пор, пока захватившая рибосому частица не свяжется с SRP-рецептором, находящимся на цитоплазматической стороне мембраны шероховатого ЭР. Рецептор, как и сама частица, был вначале идентифицирован in vitro как необходимый компонент для переноса белка в ЭР. Теперь известно, что это интегральный мембранный белок, состоящий из двух цепей. Он взаимодействует с SRP-связанными рибосомами таким образом, что частица меняет свое положение и трансляция возобновляется. Одновременно рибосома связывается с мембраной ЭР, и растущая на ней полипептидная цепь переносится к системе транслокации в мембране. Эта система изучена

Рис. 8-43. Полагают, что частица, распознающая сигнал, и белок-рецептор SRP действуют согласованно, направляя в ЭР белок с сигнальным пептидом ЭР. SRP связывается с экспонированным сигнальным пептидом и с рибосомой, возможно закрывая А-участок. Поскольку поступление очередной аминоацил-тРНК блокируется, трансляция прерывается. Рецептор SRP в мембране ЭР связывает комплекс SRP-рибосома; затем, в процессе сложной и плохо изученной реакции, SRP удаляется, и трансляция возобновляется, теперь уже на рибосоме, расположенной на

мембране ЭР. Для механизма, с помощью которого полипептидная цепь исходно встраивается в мембрану, необходим еще отдельный трансмембранный белок, который связывается с сигнальным пептидом (рецептор сигнального пептида), а также другие белковые компоненты, вовлеченные в перенос и пока как следует не охарактеризованные.

46

Рис. 8-44. Одно из представлений о транспорте белка через мембрану. После того, как рецептор распознает N-концевой сигнальный пептид, активируется энергозависимый белковый насос, который проталкивает весь белок сквозь мембрану; при этом полипептидная цепь

временно разворачивается. Альтернативная возможность состоит в том, что разворачивание белка происходит с цитозольной стороны мембраны и является АТР-зависимым, а белок направляется сквозь мембрану только за счет энергии, высвобождаемой при обратном сворачивании.

плохо, известно только, что она включает белок-рецептор второго сигнального пептида, отличающийся от SRP (см. рис. 8-43). По-видимому, ее роль заключается в связывании рибосомы, на которой синтезировался сигнальный пептид ЭР, с мембраной ЭР; участвует она и в последующем переносе белка через мембрану.

8-26

8.6.7. При переносе через мембрану ЭР не всегда продолжается удлинение полипептидной цепи [38]

Выше шла речь о том, что перенос белков в митохондрии, хлоропласти и пероксисомы происходит после трансляции (посттрансляционно), когда белок синтезирован и поступил в цитозоль, между тем перенос через мембрану ЭР протекает одновременно с трансляцией (котрансляционно). Именно поэтому рибосомы связываются с мембраной ЭР, а не с цитоплазматической поверхностью других органелл. В течение многих лет считалось, что рибосомы шероховатого ЭР могут использовать энергию, освобождающуюся при синтезе белка, для «протаскивания» растущих полипептидных цепей сквозь мембрану ЭР. Однако последние исследования in vitro показали, что предшественники некоторых белков могут поступать в ЭР уже после того, как их синтез закончен. Этот перенос требует гидролиза АТР, но не продолжения синтеза белка (рис. 8-44). Считается, что, как и при переносе в митохондрии, гидролиз АТР необходим для разворачивания белка при прохождении его через мембрану. Об этом свидетельствуют как генетические, так и биохимические эксперименты на дрожжах.

Большинство белков-предшественников не могут проникнуть в ЭР, если они синтезировались в другом месте. Либо они сворачиваются таким образом, что маскируется сигнальный пептид, либо аппарат переноса на ЭР оказывается неспособным развернуть данный белок. Возможно, котрансляционный перенос позволяет этим белкам созревать без свертывания их молекулы, что характерно для белков, переносимых в другие органеллы.

8-27

8.6.8. Различные пространственные структуры трансмембранных белков могут определяться комбинациями пептидов, детерминирующих начало и конец переноса [39]

Большинство сигнальных пептидов удаляется специальной сигнальной пептидазой, связанной с мембраной ЭР. Однако само по себе присутствие сигнального пептида еще недостаточно для работы этой пептидазы: необходимо наличие no-соседству сайта разрезания, который не требуется для переноса. Показано, что у некоторых белков сигнальные

47

Рис. 8-45. Топология переноса белка через мембрану ЭР, проиллюстрированная для двух простых случаев. Считается, что промежуточный продукт переноса содержит петлю полипептидной цепи, в которой сигнальный пептид (называемый также сигналом начала переноса) формирует половину вертикального участка петли, а вторая половина в каждый данный момент образована переносимым участком полипептида. В случае, когда имеется только старт-пептид, а стоп-пептид отсутствует, полипептид переносится через мембрану целиком, и после отрезания стартового пептида в просвет (полость) ЭР высвобождается зрелый растворимый белок (А). Если имеется один старт-пептид и один стоп-

пептид, перенос прекращается, когда стоп-пептид достигнет вертикального участка петли, в то время как синтез белка с цитозольнои стороны мембраны продолжается; после отрезания сигнала начала переноса зрелый белок остается в мембране, он пронизывает липидный бислой ЭР, и с каждой стороны мембраны выступает по домену (Б).

пептиды расположены внутри полипептидной цепи и никогда не вырезаются.

Полагают, что неудаленные сигнальные пептиды играют важную роль в реализации различных способов встраивания в мембрану, обнаруженных у трансмембранных белков. Все эти способы можно рассматривать как варианты той последовательности событий, в результате которой растворимый белок переносится в полость ЭР. В соответствии с современными представлениями, гидрофобный сигнальный пептид растворимого белка, кроме прочих функций, служит сигналом начала переноса и остается погруженным в мембрану все то время, пока остальная часть молекулы белка протаскивается сквозь нее в виде большой петли (рис. 8-45, А). Когда через мембрану проходит карбоксильный конец молекулы, белок остается связанным с ней только сигнальным пептидом. Следовательно, если этот пептид отрезается, белок высвобождается в полость ЭР.

Для мембранных белков ситуация сложнее, поскольку часть их полипептидной цепи переносится через мембрану, а часть - нет. В простейшем случае такой белок переносится таким же способом, какой только что был описан для растворимых белков (кроме того, что его сигнальный пептид не несет участка разрезания и поэтому не удаляется сигнальной пептидазой). В результате белок становится трансмембранным, пронизывающим мембрану один раз. В мембрану погружен N-конец, на котором сигнальный пептид образует сегмент из 20-30 гидрофобных аминокислот, находящийся в форме α-спирали (см. рис. 8-48,А).

Для трансмембранных белков, пересекающих мембрану один раз,

48

(однопроходные белки) и имеющих в просвете ЭР не С-конец, а N-конец, необходим более сложный механизм переноса. Известно, что у этих белков перенос также инициируется N-концевым сигнальным пептидом, но в молекуле присутствует дополнительный гидрофобный сегмент, останавливающий процесс до того, как вся полипептидная цепь пройдет через мембрану. В таких белках именно этот сигнал конца переноса удерживает белок в мембране, а сигнал начала переноса отрезается (рис. 8-45, Б).

Известно множество белков, полипептидная цепь которых пронизывает липидный бислой несколько раз в противоположных направлениях (многопроходные белки). Полагают, что в таких белках внутренний сигнальный пептид служит сигналом начала переноса, который длится до следующего сигнала остановки. Таким образом, основной единицей при транслокации является полипептидная петля между двумя гидрофобными сегментами (одним пептидом начала переноса и одним останавливающим пептидом). Оба этих сегмента в зрелом белке представляют собой α-спиральные мембраносвязанные домены. Гипотетический механизм, с помощью которого может происходить встраивание такой петли в мембрану, представлен на рис. 8-46. Для сложного трансмембранного белка, у которого липидный бислой пронизывает много гидрофобных сс-спиралей, транслокация должна вновь запускаться вторым стартовым пептидом и продолжаться до тех пор, пока следующий стоппептид не прервет ее, и так далее для последующих старт- и стоп-пептидов (см. рис. 8-48, Г),

Рис. 8-46. Гипотетическая модель встраивания внутренней петли полипептидной цепи в липидный бислой ЭР. Считают, что белокпереносчик может находиться в двух конформациях, «закрытой» и «открытой». Связывая сигнальный пептид начала переноса, он переходит в закрытое состояние и начинает работать как переносчик. Но как только к его участку связывания подходит сигнальный стоп-пептид, он вновь

переключается на неактивную, открытую конформацию и отделяется от белка.

49

8-28

8.6.9. Общую конформацию трансмембранного белка можно предсказать по положению его гидрофобных аминокислот [40]

Обычно пептиды, останавливающие перенос белка через мембрану, более гидрофобны, чем стартовые пептиды, однако, если изменить их положение в белке, иногда они могут выполнять роль старт-сигналов. Отсюда следует, что различие между гидрофобными старт- и стоп-пептидами отчасти определяется местом их расположения в полипептиднои цепи. По-видимому, существует механизм, анализирующий развернутую полипептидную цепь на наличие гидрофобных сегментов в том же направлении, в котором синтезируется белок (от NH2- к СООН-концу). Частица, распознающая сигнал, выявляет первый подходящий сегмент и тем самым устанавливает «рамку считывания». Участок полипептиднои цепи между этим старт-сегментом и следующим за ним стоп-сигналом переноса протаскивается сквозь мембрану (см. рис. 8-46). По-видимому, процесс переноса продолжается до тех пор, пока все гидрофобные участки не встроятся в мембрану.

Такой механизм встраивания в мембрану означает, что топография мембранного белка может быть предсказана по его аминокислотной последовательности. Для этого выявляют участки длиной 20-30 аминокислотных остатков с высокой степенью гидрофобности. Они достаточно длинны, чтобы пронизывать мембрану в виде α-спирали, и для их идентификации можно исследовать профиль гидрофобности (рис. 8-47). На рис. 8-48 представлено четыре варианта топологии белка, реконструированной на основе приведенного анализа.

Мембранные белки всегда встраиваются в ЭР со стороны, обращенной к цитозолю. В результате мембрана ЭР оказывается асимметричной: белковые домены, расположенные с одной ее стороны, отличаются от доменов, расположенных с другой стороны. Эта асимметрия сохраняется при многочисленных отпочковываниях и слияниях мембран, с помощью которых белки, синтезированные на ЭР, доставляются к другим клеточным мембранам (см. рис. 8-10).

Когда белки отделяют от мембраны и заключают в искусственные липидные пузырьки, часть из них оказывается в правильной ориентации, а часть в обратной. Поэтому считают, что асимметрия белков, наблюдаемая в клеточных мембранах, целиком обусловлена процессом встраивания белков в мембрану ЭР.

Рис. 8-47. Локализация потенциально гидрофобных (трансмембранных) сегментов полипептиднои цепи с помощью профилей гидрофобности. Свободная энергия, необходимая для переноса последовательных сегментов полипептиднои цепи из неполярного растворителя в воду, рассчитывается по аминокислотному составу с использованием данных по модельным соединениям. Такой расчет делается для сегментов

фиксированного размера (обычно около 10 аминокислотных остатков), начиная с каждой последующей аминокислоты в цепи. «Индекс гидрофобности» данного сегмента откладывается по оси Y как функция от его положения в цепи. Положительные значения соответствуют случаю, когда для переноса в воду требуется свободная энергия (т. е. данный сегмент является гидрофобным), а величина пика соответствует количеству требуемой энергии. Пики индекса гидрофобности показывают положение гидрофобных сегментов в аминокислотной последовательности. Здесь приведены два примера: гликофорин имеет единственный трансмембранный гидрофобный домен и один соответствующий ему пик на профиле гидрофобности (А); бактериородопсин содержит семь трансмембранных спиральных участков, которым соответствуют семь пиков на профиле гидрофобности (Б) (С изменениями по D. Eisenberg, Ann. Rev. Biochem. 53: 595-624, 1984.)

50

Рис. 8-48. Топология мембранного белка определяется чередованием сигнальных стоп- и старт-псптидов. Во всех приведенных примерах сигнальный пептид не отрезается. Гипотетический белок-переносчик, вероятно, функционирует по схеме, изображенной ранее на рис. 8-46. А.

Когда N-концевой сигнальный пептид не удаляется, а стоп-пептид отсутствует, получается мембранный белок с единственным С-концевым доменом, обращенным в просвет ЭР. Б. Когда сигнальный пептид расположен внутри цепи, образуется белок с N-концевым цитоплазматическим доменом и С-концевым доменом, обращенным в просвет ЭР. Б. Когда за внутренним сигнальным пептидом следует стоп-пептид, то получается мембранный белок с тремя отдельными выступающими из мембраны доменами. Г. Мембранный белок, который пронизывает бислой множество раз, может быть образован путем простого удлинения того же самого процесса, включающего чередование сигнальных пептидов и стоп-пептидов, прерывающих перенос белка через мембрану.

8.6.10. Перенесенные в полость ЭР белки сворачиваются вновь [41]

Сворачивание полипептидных цепей в пространстве ЭР представляет собой особую проблему; с ней не сталкиваются белки, сворачивающиеся в цитозоле. Пространство ЭР заполнено непостоянными для этого компартмента сворачивающимися белками, тогда как в цитозоле в основном присутствуют постоянные для него свернувшиеся белки. Когда белок свернут, он имеет гидрофобную сердцевину (см. разд. 3.3.1), но, пока этого не произошло, гидрофобные остатки, из которых состоит сердцевина, обращены к водной фазе. Если в растворе присутствуют даже в низкой концентрации несвернутые полипептидные цепи, они имеют тенденцию агрегировать друг с другом и с другими белками; образовавшиеся агрегаты выпадают в осадок. Вполне возможно, что в такой сложной смеси несвернутых белков, которая имеется в полости ЭР, будут образовываться аморфные и гетерогенные преципитаты.