Литература БФХ / molekuljarnaja biologija kletki v3

141

ной ткани, на которой базируется ее пространственная организация. В настоящее время для выявления позиционно зависимых различий в распределении поверхностных молекул клетки только начинают применять моноклональные антитела.

Однако некоторые общие принципы клеточной миграции начинают проясняться. Поведение всех мигрирующих клеток определяется механизмами клеточной адгезии и узнавания, рассмотренными в гл. 14; эти механизмы служат основными предпосылками нормального органогенеза. В частности, клетки в процессе миграции должны входить в тесный контакт с внеклеточным матриксом или поверхностью других клеток. Фибронектин - это тот внеклеточный матрикс, который, по всей вероятности, является важнейшим (хотя и не единственным) компонентом субстрата для многих мигрирующих клеток; антитела и пептиды, блокирующие фибронектиновые рецепторы клеточной поверхности, способны влиять на миграцию клеток нервного гребня во многих участках эмбриона; так, например, они блокируют миграцию клеток в процессе гаструляции (см. разд. 16.1.5). Общность некоторых механизмов, участвующих в обеспечении перемещения мигрирующих клеток к местам назначения, становится более понятной в результате исследований мутантных мышей, несущих мутации Steel или dominant-spotting. У таких мутантов пигментные, кроветворные и первичные половые клетки не способны достигнуть места своего назначения соответственно в коже, костном мозге и гонадах. Мутация dominant-spotting приводит к дефекту собственно мигрирующих клеток; мутанты Steel обладают дефектами соединительной ткани, в которой поселяются мигрирующие клетки.

Мы только начинаем постигать механизм, посредством которых соединительная ткань конечностей регулирует миграцию клеток по специфическим путям или, иными словами, направляет их по определенным адресам, однако можно с определенностью утверждать, что такое направление определяется позиционной информацией, которая заложена в клетках соединительной ткани. Так, например, поверхность клеток с иными позиционными значениями может обладать иными свойствами или секретировать иные компоненты внеклеточного матрикса. Перемещаясь по соединительной ткани, клетка постоянно образует выросты, анализируя ими ближайшее окружение и оценивая слабо выраженные сигналы, в отношении которых эти клетки обладают особой чувствительностью за счет специфического отбора поверхностных белков-рецепторов. Внутри клетки эти рецепторные белки соединены с цитоскелетом, обеспечивающим ее перемещение. Образованные в разных участках выступы клеточной поверхности как бы находятся в постоянном состоянии «перетягивания каната», что приводит к перемещению клетки в направлении наиболее прочного соединения с поверхностью субстрата (см. разд. 11.6.4), пока клетка не достигнет участка, где силы адгезии уравновешены или столь велики, что клетка не в состоянии отделиться от поверхности. В этом перемещении важную роль играет хемотаксис, а также взаимодействие мигрирующих клеток (см. разд. 14.3); эти процессы могут приводить либо к остановке и скапливанию клеток в одном участке, либо к их широкому распространению за счет взаимного отталкивания.

16.6.8. При исследовании развития нервной системы возникает ряд особых проблем [73]

Обсуждение миграции клеток привело нас к теме, которая в целом до сих пор не рассматривалась. Это - развитие нервной системы. Процесс этот представляется одним из наиболее загадочных. Фундаментальные вопросы биологии развития, рассмотренные в этой главе, можно суммиро-

142

вать следующим образом: как в организме возникают различные типы клеток и как эти клетки попадают в соответствующие для них места. Нервная система ставит перед ними еще одну проблему: каким образом между клетками образуются правильные соединения? Большую часть клеток других типов можно рассматривать как точечные объекты, каждый из которых занимает определенное положение и обладает определенными внутренними свойствами. Однако нейрон по своей сути не является точечным объектом: он необычайно увеличен за счет длинного аксона и дендритов, связывающих его с другими клетками. Если эти связи ошибочны, то работа нервной системы будет нарушена. Процессы возникновения различных типов нейронов и упаковки их клеточных тел в регулярную структуру можно объяснить, основываясь на тех же принципах, что и в случае остальных клеток. Но упорядоченный рост аксонов и дендритов и образование правильной системы синапсов представляют собой явления иного порядка. Передний конец растущего аксона или дендрита ползет примерно так же, как и мигрирующая клетка: его можно назвать мигрирующим органом неподвижной клетки. Факторы, контролирующие его движение, в некотором смысле такие же, что и факторы, контролирующие движение клеток; это - специфические типы адгезии и т. д. Но в процессе изучения взаимосвязи аксонов с другими клетками, их взаимодействия с иными нервными окончаниями и способности образовывать синапсы перед нами возникают новые проблемы, требующие иного подхода. Поэтому мы откладываем обзор строения нервной системы (движущей силы развития) до гл. 19.

Заключение

Позиционные значения, приобретаемые клетками в процессе пространственной организации зародыша, выражаются адгезионными свойствами их поверхности, а также их внутренним химизмом. Клетки одного mum стремятся взаимодействовать между собой и отделяются от иных, отличающихся от них клеток; таким образом происходит стабилизация пространственной организации и обеспечивается способность клеток к спонтанной сортировке при их искусственном смешивании. Изменение характера адгезионных свойств лежит в основе морфогенетических процессов, таких, как гаструляция, нейруляция и формирование сомитов. Поскольку характер позиционных значений данного класса клеток проявляется через изменение свойств клеточной поверхности, он может управлять миграцией других популяций эмбриональных клеток в процессе сборки сложных тканей или органов. Вероятно, у позвоночных клетки соединительной ткани являются первичными носителями позиционной информации. Клетки соединительной ткани дермального слоя кожи способны контролировать региональную специализацию эпидермиса, формирующего перья и чешуи. Сходным образом клетки соединительной ткани конечности контролируют и координируют образование структур, формируемых популяциями мигрирующих клеток, к числу которых относятся мышечные клетки (производные сомитов), аксоны нервных клеток (от центральной нервной системы и периферических ганглиев) и пигментные клетки (производные нервного гребня). Несмотря на то что к настоящему времени идентифицированы многие молекулы клеточной адгезии общего назначения, а также показано, что некоторые из них выполняют в этих процессах центральную роль, молекулярные механизмы, направляющие миграцию клеток по определенным маршрутам к строго определенным местам назначения в конечностях, до сих пор неизвестны.

143

Литература

Общая

Browder L. Developmental Biology, 2nd ed. Philadelphia, Saunders, 1984. Gilbert S.F. Developmental Biology, 2nd ed. Sunderland, MA, Sinauer, 1988. Molecular Biology of Development. Cold Spring Harbor Symp. 50, 1985. Slack J. M. W. From Egg to Embryo: Determinative Events in Early Development.

Cambridge, U.K., Cambridge University Press, 1983. Spemann H. Embryonic Development and Induction. New Haven, Yale University Press, 1938. (Reprinted, New York, Garland, 1988.)

Walbot V. Holder N. Developmental Biology. New York, Random House, 1987. Weiss P. A. Principles of Development. New York, Holt, 1939.

Цитированная

1. Browder L. W. ed. Developmental Biology: A Comprehensive Synthesis. Vol. 2: The Cellular Basis of Morphogenesis. New York, Plenum, 1986.

Gerhart J., et al. Amphibian early development. Bioscience, 36, 541-549, 1986.

Slack J. M. W., ed. Early Amphibian Development. J. Embryol. Exp. Morphol., Suppl., 89, 1985.

Trinkaus J. P. Cells into Organs: The Forces that Shape the Embryo, 2nd ed., Englewood Cliffs, NJ, Prentice Hall, 1984.

2. Gerhart J. C. Mechanisms regulating pattern formation in the amphibian egg and early embryo. In Biological Regulation and Development (R. F. Goldberger, ed.), Vol. 2, pp. 133-316, New York, Plenum, 1980.

Gerhart J., Ubbels G., Black S., Hara K., Kirschner M. A reinvestigation of the role of the grey crescent in axis formation of Xenopus laevis. Nature, 292, 511-516, 1981.

Vincent J. P., Oster G. F., Gerhart J. C. Kinematics of gray crescent formation in Xenopus eggs: the displacement of subcortical cytoplasm relative to the egg surface. Dev. Biol. 113, 484-500, 1986.

3. Gilbert S. F. Developmental Biology, 2nd ed., pp. 73-111, Sunderland, MA, Sinauer, 1988.

Kirschner M., Newport J. Gerhart J. The timing of early developmental events in Xenopus. Trends Genet., 1, 41-47, 1985.

Wilson E.B. The Cell in Development and Heredity, 3rd ed., pp. 980-1034. New York, Macmillan, 1925. (Reprinted, New York, Garland, 1987.) 4. Furshpan E. J., Potter D. D. Low-resistance junctions between cells in embryos and tissue culture. Curr. Top. Dev. Biol., 3, 95-128, 1968.

Kalt M. R., The relationship between cleavage and blastocoel formation in Xenopus laevis. II. Electron microscopic observations. J. Embryol. Exp. Morphol., 26, 51-66, 1971.

Warner A. The role of gap junctions in amphibian development. J. Embryol. Exp. Morphol., Suppl., 81, 365-380, 1985.

5. Fink R. D., McClay D. R. Three cell recognition changes accompany the ingression of sea urchin primary mesenchyme cells. Dev. Biol., 107, 6674, 1985.

Gustafson Т., Wolpert L. Cellular movement and contact in sea urchin morphogenesis. Biol. Rev., 42, 442-498, 1967.

Hardin J. D., Cheng L. Y. The mechanisms and mechanics of archenteron elongation during sea urchin gastrulation. Dev. Biol., 115, 490-501, 1986. McClay D.R., Wesel G.M. The surface of the sea urchin embryo at gastrulation: a molecular mosaic. Trends Genet., 1, 12-20, 1985.

Wilt F. H. Determination and morphogenesis in the sea urchin embryo. Development, 100, 559-575, 1987. 6. Ettensohn C.A. Mechanisms of epithelial invagination. Q. Rev. Biol., 60, 289-307, 1985.

McClay D. R., Ettensohn C. A. Cell adhesion in morphogenesis. Annu. Rev. Cell. Biol., 3, 319-345, 1987.

Odell G. M., Oster G., Alberch P., Bernside B. The mechanical basis of morphogenesis. I. Epithelial folding and invagination. Dev. Biol., 85, 446462, 1981.

7.Gerhart J., Keller R. Region-specific cell activities in amphibian gastrulation. Annu. Rev. Cell. Biol., 2, 201-229, 1986.

8.Spemann H., Mangold H. Induction of embryonic primordia by implantation of organizers from different species. Roux's Archiv., 100, 599-638, 1924. (English translation in Foundations of Experimental Embryology, 2nd ed. [B. H. Willier, J. M. Oppenheimer, eds.] New York, Hafner, 1974.)

9.Balinsky B.I. Introduction to Embryology, 5th ed., Philadelphia, Saunders, 1981.

Longman J. Medical Embryology, 5th ed. Baltimore, Williams & Wilkins, 1985. Romer A. S., Parsons T. S. The Vertebrate Body, 6th ed. Philadelphia, Saunders, 1986.

10. Kitchin I. C. The effects of notochordectomy in Amblystotna mexicanum. J. Exp. Zool, 112, 393-411, 1949.

144

Smith J. С., Watt F. W. Biochemical specificity of Xenopus notochord. Differentiation, 29, 109-115, 1985. 11. Le Douarin N. The Neural Crest. Cambridge U.K., Cambridge University Press, 1982.

Newgreen D. F., Erickson C. A. The migration of neural crest cells. Int. Rev. Cytol, 103, 89-145, 1986. 12. Bumside B. Microtubules and microfilaments in amphibian neurulation. Am. Zool,

13, 989-1006, 1973. Gordon R. A review of the theories of vertebrate neurulation and their relationship to the mechanics of neural tube birth defects. J. Embryol. Exp. Morphol., Suppl., 89, 229-255, 1985.

Karfunkel P. The mechanisms of neural tube formation. Int. Rev. Cytol., 38, 245-271, 1974.

13.Blackhaw S.E., Warner A. E. Low resistance junctions between mesoderm cells during development of trunk muscles. J. Physiol., 255, 209-230, 1976.

Keynes R. J., Stern C. D. Mechanisms of vertebrate segmentation. Development, 103, 413-429, 1988.

14.Slack J.M. W. From Egg to Embryo: Determinative Events in Early Development. Cambridge, U.K., Cambridge University Press, 1983.

15.DiBerardino M.A. Orr N.H., McKinnel R.G. Feeding tadpoles cloned from Ram erythrocyte nuclei. Proc. Nat. Acad. Sci. USA., 83, 8231-8234, 1986.

Gurdon J. B. The Control of Gene Expression in Animal Development. Cambridge, Harvard University Press, 1974. Gurdon J. B. Transplanted nuclei and cell differentiation. Sci. Am., 219(6), 24-35, 1968.

McKinnel R. G. Cloning-Nuclear Transplantation in Amphibia. Minneapolis, University of Minnesota Press, 1978. 16. Davidson E.H. Gene Activity in Early Development, 3rd ed., pp. 411-524, Orlando, FL, Academic Press, 1986.

Jeffery W.R. Spatial distribution of mRNA in the cytoskeletal framework of Ascidian eggs. Dev. Biol., 103, 482-492, 1984. Satoh N. Towards a molecular understanding of differentiation mechanisms in Ascidian embryos. Bioessays, 7, 51-56, 1987.

Wilson E.B. The Cell in Development and Heredity, 3rd ed., pp. 1035-1121, New York, Macmillan, 1928. (Reprinted, New York: Garland. 1987.) 17. Gurdon J. B. Embryonic induction-molecular prospects. Development, 99, 285-306, 1987.

Kimelman D., Kirschner M. Synergistic induction of mesoderm by FGF and TGF-beta and the identification of an mRNA coding for FGF in the early Xenopus embryo. Cell, 51, 869-877, 1987.

Rosa F., et al. Mesoderm induction in amphibians: the role of TGF-beta2-like factors. Science, 239, 783-785, 1988.

Slack J. M. W, Darlington B. G., Heath J. K., Godsave S. F. Mesoderm induction in early Xenopus embryos by heparin-binding growth factors. Nature, 326, 197-200, 1987.

Weeks D. L., Melton D. A. A maternal mRNA localized to the vegetal hemisphere in Xenopus eggs codes for a growth factor related to TGF-beta. Cell, 51, 861-867, 1987.

18. Austin C.R., Short R. V., eds. Embryonic and Fetal Development, 2nd ed. Reproduction in Mammals, Ser., Book 2, Cambridge, U. K., Cambridge University Press, 1982.

Hogan В., Constantini F., Lacy E. Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor, NY, Cold Spring Harbor Laboratory, 1986.

Rugh R. The Mouse: Its Reproduction and Development. Minneapolis, Burgess, 1968.

19.Gardner R.L. Clonal analysis of early mammalian development. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 312, 163-178, 1985. McLaren A. Mammalian Chimeras. Cambridge, U. K., Cambridge University Press, 1976.

20.Johnson M. H., Chisholm J. C., Fleming T. P., Houliston E. A role for cytoplasmic determinants in the development of the mouse early embryo? J. Embryol. Exp. Morphol., Suppl. 97, 97-121, 1986.

Kelly S. J. Studies of the developmental potential of 4-/and 8-cell stage mouse blastomeres. J. Exp. Zool., 200, 365-376, 1977. Tarkowski A. K. Experiments on the development of isolated blastomeres of mouse eggs. Nature, 184, 1286-1287, 1959.

21. Illmensee K., Stevens L.C. Teratomas and chimeras. Sci. Am., 240(4), 120-132, 1979.

Papaioannou V. E., Gardner R. L., McBurney M. W., Babinet C., Evans M. J. Participation of cultured teratocarcinoma cells in mouse embryogenesis. J. Embryol. Exp. Morphol., 44, 93-1.04, 1978.

145

Robertson Е. J. Pluripotential stem cell lines as a route into the mouse germ line. Trends Genet., 2, 9-13, 1986.

22.Weiss P. A. Principles of Development, pp. 289-437, New York, Holt, 1939.

23.Spemann H. Über die Determination der ersten Organanlagen des Amphibienembryo I-VI Arch. Entw. Mech. Org., 43, 448-555, 1918.

24.Hardeman E. C., Chiu C.-P., Minty A., Blau H. M. The pattern of actin expression in human fibroblast x mouse muscle heterokaryons suggests that human muscle regulatory factors are produced. Cell, 47, 123-130, 1986.

25.Barton S. C., Surani M. A. H., Norris M. L. Role of paternal and maternal genomes in mouse development. Nature, 311, 374-376, 1984.

Monk M. Memories of mother and father. Nature, 328, 203-204, 1987.

Reik W. Collick A., Norris M. L., Barton S. C., Surani M. A. Genomic imprinting determines methylation of parental alleles in transgenic mice. Nature, 328, 248-251, 1987.

Sapienza C., Peterson A. C., Rossant J., Balling R. Degree of methylation of transgenes in dependent on gamete of origin. Nature, 328, 251-254, 1987.

Swain J. L., Stewart T. A., Leder P. Parental legacy determines methylation and expression of an autosomal transgene: a molecular mechanism for parental imprinting. Cell, 50, 719-727, 1987.

26.Kimmel С. В., Varga R. M. Cell lineage and developmental potential of cells in the zebra fish embryo. TIG, 4, 68-74, 1988. Gardner R. L., Lawrence P. eds., Single Cell Marking and Cell Lineage. Philos.

Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 312, 1985. Price J. Retroviruses and the study of cell lineage. Development, 101, 409-419, 1987. Wolfram S. Cellular automata as models of complexity. Nature, 311, 419-424, 1984.

27.Edgar L. G., McGhee J. D. DNA synthesis and the control of embryonic gene expression in C. elegans. Cell, 53, 589-599, 1988.

Wilkins-A.S. Genetic Analysis of Animal Development. New York, Wiley, 1986. Wood W. В., et al. The Nematode Caenorhabditis elegans. Cold Spring Harbor, NY, Cold Spring Harbor Laboratory, 1988.

28.Kenyon C. Cell lineage and the control of Caenorhabditis elegans development. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 312, 21-38, 1985. Sulston J. E., Horvitz H. R. Post-embryonic cell lineage of the nematode, Caenorhabditis elegans. Dev. Biol, 56, 110-156, 1977.

Sulston J. E., Schierenberg E., White J. C., Thompson J. N. The embryonic cell lineage of the nematode Caenorhabditis elegans. Dev. Biol., 100,

64-119, 1983.

29.Ambros V., Horvitz H. R. The lin-14 locus of Caenorhabditis elegans controls the time of expression of specific post-embryonic developmental events. Genes Dev., 1, 398-414, 1987.

Chalfle M., Horvitz H. R., Sulston J. E. Mutations that lead to reiteration of the cell lineages of C. elegans. Cell, 24, 59-69, 1981. Ellis H. M., Horvitz H. R. Genetic control of programmed cell death in the nematode C. elegans. Cell, 44, 817-829, 1986.

Sternberg P. W., Horvitz H. R. The genetic control of cell lineage during nematode development. Annu. Rev. Genet, 18, 489-524, 1984.

30. Cooke J. Properties of the primary organization field in the embryo of Xenopus laevis. IV. Pattern formation and the regulation following early inhibition of mitosis. J. Embryol. Exp. Morphol., 30, 49-62, 1973.

Satoh N. Towards a molecular understanding of differentiation mechanisms in Ascidian embryos. Bioessays, 7, 51-56, 1987.

Stephens L., Hardin J., Keller R., Wilt F. The effects of aphidicolin on morphogenesis and differentiation in, the sea urchin embryo. Dev. Biol., 118, 64-69, 1986.

31.Kimble J.E. Strategies for control of pattern formation in Caenorhabditis elegans. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 295, 539-551, 1981. Priess J.R., Schnable H., Schnabel R. The glr-1 locus and cellular interactions in early C. elegans embryos. Cell, 51, 601-611, 1987. Sternberg P. W., Horvitz H. R. Pattern formation during vulval development in C. elegans. Cell, 44, 761-772, 1986.

Sulston J. E., White J. G. Regulation and cell autonomy during postembryonic development Caenorhabditis elegans. Dev. Biol., 78, 577-597, 1980.

32.Artavanis-Tsakonas S. The molecular biology of the Notch locus and the fine-tuning of differentiation in Drosophila. Trends Genet, 4, 95-100,

1988.

Ferguson E. L., Sternberg P. W., Horvitz H. R. A genetic pathway for the specification of the vulval cell lineages of Caenorhabditis elegans. Nature, 326, 259-267, 1987.

Greenwald I. The lin-12 locus of Caenorhabditis elegans. Bioessays, 6, 70-73, 1987.

33.Hughes S. M., Lillien L. E., RaffM. C., Rohrer H., Sendtner M. Ciliary neurotrophic factor induces type-2 astrocyte differentiation in culture. Nature, 335, 70-73, 1988.

Raff M. C., Abney E.R., Fok-Seang J. Reconstitution of a developmental clock in

146

vitro: a critical role for astrocytes in the timing of oligodendrocyte differentiation. Cell, 42, 61-69, 1985.

Raff M. C., Miller R., Noble M. A glial progenitor cell that develops in vitro into an astrocyte or an aligodendrocyte depending on the culture medium. Nature, 303, 390-396, 1983.

Richardson W.D., Pringle N. Mosley M., Westermark В., Dubois-Dalcq M. A role for platelet-derived growth factor in normal gliogenesis in the central nervous system. Cell, 53, 309-319, 1988.

Temple S., Raff M. C. Clonal analysis of oligodendrocyte development in culture:evidence for a developmental clock that counts cell divisions. Cell, 44, 773-779, 1986.

34.Malacinski G. M., Bryant S. V., eds. Pattern formation: A Primer in Developmental Biology. New York, Macmillan, 1984. Meinhardt H. Models of Biological Pattern Formation. New York, Academic Press, 1982.

Theories of Biological Pattern Formation. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 295, 425-617, 1981.

35.Bode P. M., Bode H. R. Patterning in Hydra. In Pattern Formation: A Primer in Developmental Biology (G. Malacinski, S.V. Bryant, eds.), pp. 213-241, New York, Macmillan, 1984.

Jqffe L. F. The role of ionic currents in establishing developmental pattern. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 295, 553-566, 1981.

Lenhoff H.M., Lenhoff S.G. Trembleys polyps. Sci. Am., 258 (4), 86-91, 1988. Lohs-Schardin M. Dicophalic - a Drosophila mutant affecting polarity in follicle organization and embryonic patterning. Wilhelm Roux's Arch. 191, 28-36, 1982.

Robinson K. R., Cone R. Polarization of fucoid eggs by a calcium ionophore gradient. Science, 207, 77-78, 1980.

36.Wolpert L. Positional information and pattern formation. Curr. Top. Dev. Biol., 6, 183-224, 1971.

37.Lewis J., Slack J. M. W., Wolpert L. Threshold in development. J. Theor. Biol., 65, 579-590, 1977.

38.Crick F.H.C. Diffusion in embryogenesis. Nature, 225, 420-422, 1970.

39.Sounders J. W. Jr., Gasseling M. Т., Cairns J. M. The differentiation of prospective thigh mesoderm grafted beneath the apical ectodermal ridge of the wing bud in the chick embryo. Dev. Biol., 1, 281-301, 1959.

40.Bryant S. V., Gardiner D. M., Muneoka K. Limb development and regeneration. Am. Zool., 27, 675-696, 1987.

Butler E. G. Regeneration of the urodele forelimb after reversal of its proximodistal axis: J. Morphol., 96, 265-282, 1955.

Goss R.J. Principles of Regeneration. New York, Academic Press, 1969. Wallace H. Vertebrate Limb Regeneration. New York, Wiley, 1981.

41.Fallon J. F., et al, eds. Limb Development and Regeneration, Parts A and B. Prog. Clin. Biol. Res., 110, 1983. Wolpert L. Pattern formation in biological development. Sci. Am. 239(4), 154-164, 1978.

42.Maden M. Retinoids and the control of pattern limb development and regeneratioa Trends Genet., 1, 103-107, 1985.

Thaller C., Eichele G. Identification and spatial distribution of retinoids in the developing chick limb bud. Nature, 327, 625-628, 1987. Tickle C. The number of polarizing region cells required to specify, additional digits in developing chick wing. Nature, 289, 295-298, 1981.

Tickle C., Summerbell D., Wolpert L. Positional signalling and specification of digits in chick limb morphogenesis. Nature, 254, 199-202, 1975.

43.Bohn H. Tissue interactions in the regenerating cockroach leg. In Insect Development (P. A. Lawrence, ed.), Royai Entomological Society of London Symposium No. 8, pp. 170-185, Oxford, U. K., .Blackwell, 1976.

Bryant P. J., Bryant S. V., French V. Biological regeneration and pattern formation. Sci. Am., 237(1),66-81, 1977. Bryant P. J., Simpson P. Intrinsic and extrinsic control of growth in developing organs. Q. Rev. Biol., 59, 387-415, 1984.

Lewis J. Simpler rules for epimorphic regeneration: the polar-coordinate model without polar coordinates. J. Theor. Biol., 88, 371-392, 1981. 44. Akam M. The molecular basis for metameric pattern in the Drosophila embryo, Development, 101, 1-22, 1987.

Garcia-Bellido A., Lawrence P. A., Morata G. Compartments in animal development. Sci. Am., 241(1), 102-111, 1979. Ingham P. W. The molecular genetics of embryonic pattern formation in Drosophila. Nature, 335, 25-34, 1988.

Scott M. P., O'Farrell P. H. Spatial programming of gene expression in early Drosophila embryogenesis. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 49-80, 1986.

147

45.Martinez-Arias A., Lawrence P. A. Parasegments and compartments in the Drosophila embryo. Nature, 313, 639-642, 1985.

46.Foe V.E., Alberts B.M. Studies of nuclear and cytoplasmic behavior during the five mitotic cycles that precede gastrulation in Drosophila embryogenesis. J. Cell Sci., 61, 31-70, 1983.

Sander K. Morphogenetic movements in insect embryogenesis. In Insect Development (P. A. Lawrence, ed.), Royal Entomological Society of London Symposium 8, pp. 35-52. Oxford, U.K., Blackwell, 1976.

Technau G. M. A single cell approach to problems of cell lineage and commitment during embryogenesis of Drosophila melanogaster. Development, 100, 1-12, 1987.

47.Anderson K. V. Dorsal-ventral embryonic pattern genes of Drosophila. Trends Genet., 3, 91-97, 1987.

48.Driever W., Nusslein-Volhard C. The bicoid protein determines position in the Drosophila embryo in a concentration-dependent manner. Cell, 54, 95-104, 1988.

Driever W. Nüsslein-Volhard C. A gradient of bicoid protein in Drosophila embryos. Cell, 54, 83-93, 1988. Lawrence P. A. Background to bicoid. Cell, 54, 1-2, 1988.

Nüsslein-Volhard C., Frohnhöfer H.G., Lehmann R. Determination of anteroposterior polarity in Drosophila. Science, 238, 1675-1681, 1987. Sander K. Embryonic pattern formation in insects: basic concepts and their experimental foundations. In Pattern Formation: A Primer in

Developmental Biology (G. Malacinski, S. V. Bryant, eds), pp. 245-268, New York, Macmillan, 1984.

49.Nüsslein-Volhard C., Wieshaus E. Mutations affecting segment number and polarity in Drosophila., Nature, 287, 795-801, 1980.

50.Gaul U., Jäckle H. How to fill a gap in the Drosophila embryo. Trends Genet. 3, 127-131, 1987.

Gaul U., Jäckle H. Pole region-dependent repression of the Drosophila gap gene Kruppel by maternal gene products. Cell, 51, 549-555, 1987. Hafen E., Küroiwa A., Gehring W.J. Spatial distribution of the transcripts from the segmentation gene fushi tarazu during Drosophila embryonic

development. Cell, 37, 833-841, 1984.

51.Jäckle H., Tautz D., Schuh R., Seifert E., Lehmann R. Cross-regulatory interactions among the gap genes of Drosophila. Nature, 324, 668-670, 1986.

52.Ish-Horowicz D., Howard K. R., Pinchin S. M., Ingham P. W. Molecular and genetic analysis of the hairy locus in Drosophila. Cold Spring

Harbor Symp., 50, 135-144, 1985.

Weir M. P., Kornberg T. Patterns of engrailed and fushi tarazu transcripts reveal novel intermediate stages in Drosophila segmentation. Nature, 318, 433-439, 1985.

53.DiNardo S., Sher E., Heemskerk-Jongens J., Kastis J. A., O'Farrell P. H. Two-tiered regulation of spatially patterned engrailed gene expression during Drosophila embryogenesis. Nature, 332, 604-609, 1988.

Ingham P. W., Baker N. E., Martinez-Arias A. The products of ftz and eve genes act as a positive and negative regulators of engrailed and wingless expression in the

Drosophila blastoderm. Nature, 331, 73-75, 1988.

Martinez-Arias A., Baker N. E., Ingham P. W. Role of segment polarity genes in the definition and maintenance of cell states in the Drosophila embryo. Development, 103, 157-170, 1988.

Rijsewijk F., et al. The Drosophila homolog of the mouse mammary oncogene int-1 is identical to the segment polarity gene wingless. Cell, 50, 649-657, 1987.

54.Lewis E. B. A gene complex controlling segmentation in Drosophila. Nature, 276, 565-570, 1978. Morata G., Lawrence P. A. Homeotic genes, compartments and cell determination in Drosophila. Nature, 265, 211-216, 1977.

Struhl G. A homeotic mutation transforming leg to antenna in Drosophila. Nature, 292, 635-637, 1981.

Wakimoto В. Т., Kaufinan Т. С. Analysis of larval segmentation in lethal genotypes associated with Antennapedia gene complex in Drosophila melanogaster. Dev. Biol., 81, 51-64, 1981.

55.Akam M. E. Segments, lineage boundaries and the domains of expression of homeotic genes. Philos. Trans. R. Soc. Lond. (Biol.), 312, 179-187, 1985.

Harding K., Wedeen C., McGinnis W., Levine M. Spatially regulated expression of homeotic genes in Drosophila. Science, 229, 1236-1242, 1985. 56. Akam M. The molecular basis for metameric pattern in the Drosophila embryo. Development, 101, 1-22, 1987.

Lawrence P. A., Morata G. The elements of the bithorax complex. Cell, 35, 595-601, 1983.

Struhl G., White R. A. Regulation of the Ultrabithorax gene of Drosophila by other bithorax complex genes. Cell, 43, 507-519, 1985

148

57. Ashburner М., Wright Т. F., eds. The Genetics and Biology of Drosophila. vol 2C, London, U.K., Academic Press, 1978.

Gehring W., Nothiger R., The imaginal discs of Drosophila. In Developmental Systems: Insects (S. Counce, C.H. Waddington, eds.), vol. 2, pp. 211-290, New York, Academic Pess, 1973.

Hadorn E. Transdetermination in cells. Sci. Am., 219(5), 110-120, 1968.

58. Nöthiger R. Clonal analysis in imaginal discs. In Insect Development (P. A. Law rence, ed.) Royal Entomological Society of London Symposium No. pp. 109-117, Oxford, U.K., Blackwell, 1976.

Stern C. Genetic Mosaics and Other Essays. Cambridge, Harvard University Press, 1968.

Struhl C. Genes controlling segment specification in the Drosophila thorax. Proc Natl. Acad. Sci. USA, 79, 7380-7384, 1982.

59.Crick F. H. C., Lawrence P. A. Compartments and polyclones in insect development Science, 189, 340-347, 1975. Garcia-Bellido A., Lawrence P. A., Morata G. Compartments in animal development. Sci. Am., 241(1), 102-111, 1979.

Kornberg Т., Siden I., O'Farrell P., Simon M. The engrailed locus of Drosophila: in situ localization of transcripts reveals compartment-specific expression. Cell, 40

45-53, 1985. Simpson P., Morata G. Differential mitotic rates and patterns of growth in compartments in the Drosophila wing. Dev. Biol., 85, 299308, 1981.

60.Desplan G., Theis J. O'Farrell P.H. The sequence specificity of homeodomain-DNA interaction. Cell, 54, 1081-1090, 1988.

Hiromi Y., Gehring W.J. Regulation and function of the Drosophila segmentation gene fushi tarazu. Cell, 50, 963-974, 1987. Robertson M. A genetic switch in Drosophila morphogenesis. Nature, 327, 556-557, 1987.

61.Bender W., et al. Molecular genetics of the bithorax complex in Drosophila melanogaster. Science, 221, 23-29, 1983. Peifer M., Karch F., Bender W. The bithorax complex: control of segmental identity, Genes Dev., 1, 891-898, 1987.

Struhl G., Akam M. Altered distributions of Ultrabithorax transcripts in extra sex combs mutant embryos of Drosophila. EMBO J., 4, 3259-3264, 1985.

62.Desplan C., Theis J. O'Farrell P. H. The sequence specificity of homeodomain-DNA interaction. Cell, 54, 1081-1090, 1988.

Gehring W.J. Homeo boxes in the study of development. Science, 236, 1245-1252, 1987.

Scott M. P., Carroll S. B. The segmentation and homeotic gene network in early Drosophila development. Cell, 51, 689-698, 1987. 63. Beeman R. W. A homeotic gene cluster in the red flour beetle. Nature, 327, 247-249, 1987.

McGinnis W., Garber R. L., Wirz J., Kuroiwa A., Gehring W.J. A homologous protein-coding sequence in Drosophila homeotic genes and its conservation in other metazoans. Cell, 37, 403-408, 1984.

Müller M. M., Carrasco A. E., De Robertis E. M. A homeo-boxcontaining gene expressed during oogenesis in Xenopus. Cell, 39, 157-162, 1984. 64. Dressier G. R., Gruss P. Do multigene families regulate vertebrate development? Trends Genet., 4, 214-219, 1988.

Hogan В., Holland P., Schofield P. How is the mouse segmented? Trends Genet, 1,1 67-74, 1985. Holland P. W. H., Hogan B. L. M. Expression of homeotic genes during mouse development; a review. Genes Dev., 2, 773-782, 1988.

Kieny M., Mauger A., Sengel P. Early regionalization of the somitic mesoderm as studied by the development of the axial skeleton of the chick embryo. Dev. BioL 28, 142-161, 1972.

Keynes R.J., Stern C.D. Mechanisms of vertebrate segmentation. Development, 103, 413-429, 1988. 65. Gardner R.L. Cell mingling during mammalian embryogenesis. J. Cell Sci., Suppl 4, 337-356, 1986.

Steinberg M.S. Does differential adhesion govern self-assembly processes in histogenesis? Equilibrium configurations and the emergence of a hierarchy among populations of embryonic cells. J. Exp. Zool., 173, 395-434, 1970.

Townes P.L., Holtfreter J. Directed movements and selective adhesion of embryonic amphibian cells. J. Exp. Zool., 128, 53-120, 1955. 66. Edelman G. M. Cell adhesion molecules in the regulation of animal form and tissue pattern. Annu. Rev. Cell Biol, 2, 81-116, 1986.

McClay D. R., Ettensohn C. A. Cell adhesion in morphogenesis. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 319-345, 1987. Takeichi M. The cadherins: cell-cell adhesion molecules controlling animal morphogenesis. Development, 102, 639-655, 1988.

149

67. Bagaert Т., Brown N.. Wilcox M. The Drosophila PS2 antigen is an invertebrate integrin that, like the fibronectin receptor, becomes localized to muscle attachments. Cell, 51, 929-940, 1987.

Duband J. L., et al. Adhesion molecules during somitogenesis in the avian embryo. J. Cell Biol., 104, 1361-1374, 1987.

Leptin M., Wilcox M. The Drosophila position-specific antigens: clues to their morphogenetic role. Bioessays, 5, 204-207, 1986. Nose A., Nagafuchi A., Takeichi M. Expressed recombinant cadherins mediate cell sorting in model systems. Cell, 54, 993-1001, 1988.

68.Spemann H. Embryonic Development and Induction, pp. 260-296, New Haven, Yale University Press, 1938 (Reprinted, New York, Garland, 1988.)

Wessells N. K., Tissue Interactions and Development. Menlo Park, CA, Benjamin-Cummings, 1977.

69.Bernfield M., Banerjee S. D., Koda J. E., Rapraeger A. C. Remodelling of the basement membrane as a mechanism of morphogenetic tissue interaction. In The Role of the Extracellular Matrix in Development (R. L. Trelstad, ed.), pp. 545-572, Symp. Soc. Dev. Biol., 42, New York,

Liss, 1984.

Ekblom P. W., Vestweder D., Kemler R. Cell-matrix interactions and cell adhesion during development. Annu. Rev. Cell Biol., 2, 27-47, 1986. Harris A. K., Stopak D., Warner P. Generation of spatially periodic patterns by a mechanical instability: a mechanical alternative to the Turing

model. J. Embryol. Exp. Morphol., 80, 1-20, 1984.

Sengel P. Morphogenesis of Skin. Cambridge, U. K., Cambridge University Press, 1976.

70.Chevallier A., Kieny M., Mauger A. Limb-somite relationship: origin of the limb musculature. J. Embryol. Exp. Morphol., 41, 245-258, 1977. Christ В., Jacob H. J., Jacob M. Experimental analysis of the origin of the wing musculature in avian embryos. Anat. Embryol., 150, 171-186,

1977.

Stopak D., Harris A. K. Connective tissue morphogenesis by fibroblast traction. I. Tissue culture observations. Dev. Biol., 90, 383-398, 1982.

71.Bryant S.V., Gardiner D. M., Muneoka K. Limb development and regeneration. Am. Zool., 27, 675-696, 1987.

Chevallier A. Role of the somitic mesoderm in the development of the thorax in bird embryos. II. Origin of thoracic and appendicular musculature. J. Embryol. Exp. Morphol., 49, 73-88, 1979.

Kieny M., Chevallier A. Autonomy of tendon development in the embryonic chick wing. J. Embryol. Exp. Morphol., 49, 153-165, 1979. Martin P., Lewis J. Normal development of the skeleton in chick limb buds devoid of dorsal ectoderm. Dev. Biol., 118, 233-246, 1986.

72.Bronner-Fraser M. An antibody to a receptor for fibronectin and laminin perturbs cranial neural crest development in vivo. Dev. Biol., 117, 528-536, 1986.

Chabot В., Stephenson D. A., Chapman V.M. Besmer P., Bernstein A. The protooncogene c-kit encoding a transmembrane tyrosine kinase receptor maps to the mouse W locus. Nature, 335, 88-89, 1988.

Dufour S., Duband J. L., Konblihtt A. R., Thiery J. P. The role of fibronectins in embryonic cell migration. Trends Genet., 4, 198-203, 1988. Mackie E. J., et al. The distribution of tenascin coinsides with pathways of neural cell migration. Development, 102, 237-250, 1988.

Weston J. Phenotypic diversification in neural crest-derived cells: the time and stability of commitment during early development. Curr. Top. Dev. Biol., 20, 195-210, 1986.

Wylie C. C., Stott D., Donovan P. J. Primordial germ cell migration. Developmental Biology: A Comprehensive Synthesis. Vol. 2: The Cellular Basis of Morphogenesis (L.W. Browder, ed.), pp. 433-448, New York, Plenum, 1986.

73. Purves D., Lichtman J. W., Principles of Neural Development. Sunderland, MA, Sinauer, 1985.

150

17. Поддержание нормальной организации тканей

За несколько дней или недель из одной оплодотворенной яйцеклетки развивается сложный многоклеточный организм, состоящий из дифференцированных клеток, взаимное расположение которых строго детерминировано. Как правило, эта организация создается сначала в малом масштабе, а потом происходит рост. Во время эмбрионального развития детерминируются различные типы клеток, каждый в соответствующем месте. Затем, в период роста, клетки размножаются, но, за некоторыми исключениями, их специализация остается более или менее постоянной. Организм может расти в течение всей жизни, как у большинства ракообразных и рыб, а может прекращать рост, достигнув определенных размеров, как у птиц и млекопитающих. У некоторых животных с фиксированными размерами тела, например у мух и нематод, пролиферация 1 соматических клеток прекращается, как только будет достигнуто взрослое состояние. Во многих других случаях, в том числе и у высших! позвоночных, клетки продолжают делиться и во взрослом организме для замещения отмирающих клеток.

Когда у позвоночных клетки таких тканей, как кожа, кровь или легкие, изнашиваются и гибнут, их место занимают новые клети соответствующего типа. Таким образом, взрослый организм можно уподобить стабильной экосистеме, в которой одно поколение особей сменяется другим, но в целом организация системы остается неизменной. Эта глава посвящена проблемам сохранения и обновления тканей у высших позвоночных - мы в какой-то мере познакомимся здесь с поразительным разнообразием структур, функций и жизненных циклов c порациализированных клеток у этих животных.

17.1. Поддержание дифференцированного состояния [1]

Хотя ткани организма во многих отношениях различаются между собой всем им нужны определенные элементарные условия, создав обычно сочетанием клеток разного типа. На рис. 17-1 это проиллюстрировано на примере кожи. Прежде всего тканям нужна механическая прочность, которую очень часто обеспечивает внеклеточный матрикс (разд. 14.2), секретируемый фибробластами. Кроме того, почти все ткани нуждаются в кровоснабжении, для того чтобы получать питатель вещества и освобождаться от шлаков; поэтому они пронизаны кровеносными сосудами, которые выстланы эндотелиальными клетками. Точно так же большинство тканей иннервировано, т.е. содержит аксоны нервных клеток (нейронов), одетые оболочкой из шванновских клеток В тканях обычно присутствуют макрофаги, которые могут быть нужны для ликвидации остатков отмерших клеток и удаления излишнего матрикса, а также лимфоциты и другие лейкоциты, призванные бороться с инфекцией. Иногда в ткани могут находиться меланоциты, обеспечивающие защитную или декоративную пигментацию. Большая часть этих различных клеток, играющих подсобную роль по отношению к функции